Abstract Background Glioblastoma (GBM) is a highly aggressive incurable brain tumor. The main cause of mortality in GBM patients is the invasive rim of cells migrating away from the main tumor mass and invading healthy parts of the brain. Although motion is driven by forces, our current understanding of the physical factors involved in glioma infiltration remains limited. This study aims to investigate the adhesion properties within and between patients’ tumors on a cellular level and test whether these properties correlate with cell migration. Methods Nine tissue samples were taken from spatially separated sections during 5-aminolevulinic acid (5-ALA) fluorescence guided surgery. Navigated biopsy samples were collected from strongly fluorescent tumor cores, a weak fluorescent tumor rim, and non-fluorescent tumor margins. A microfluidics device was built to induce controlled shear forces to detach cells from monolayer cultures. Cells were cultured on low modulus polydimethylsiloxane representative of the stiffness of brain tissue. Cell migration and morphology were then obtained using time lapse microscopy. Results GBM cell populations from different tumor fractions of the same patient exhibited different migratory and adhesive behaviors. These differences were associated with sampling location and amount of 5-ALA fluorescence. Cells derived from weak- and non-fluorescent tumor tissue were smaller, adhered less well, and migrated quicker than cells derived from strongly fluorescent tumor mass. Conclusion GBM tumors are biomechanically heterogeneous. Selecting multiple populations and broad location sampling are therefore important to consider for drug testing. Key points GBM tumors are biomechanically heterogeneous GBM cell migration is inversely correlated with cell-matrix adhesion strength 5-ALA fluorescence intensity during surgery correlates with the motility properties of GBM cells Importance of the study This is the first study to compare single cell migration and cell-matrix adhesion strength of GBM, using cell lines derived from different tumors and from different regions within the same tumor. Not accounting for internal sampling location within each tumor obscures differences in cell morphology, motility and adhesion properties between patients. Peripherical and marginal tumor cells have different adhesion profiles and are highly migratory compared to those found in the core of the tumor. Aggressive regions of the tumor (highly motile) are linked to the spatial distribution of adhesion strength and are strongly associated with 5-ALA fluorescence intensity. Preclinical tests aimed at developing a treatment for GBM using anti-invasive drugs or adhesion inhibitors, would benefit from using cell lines derived from the tumor periphery (with low 5-ALA intensity) rather than cell lines derived from the tumor core.

Abstract A key component of organic bioelectronics is electrolyte‐gated organic field‐effect transistors (EG‐OFETs), which have recently been used as sensors to demonstrate label‐free, single‐molecule detection. However, these devices exhibit limited stability when operated in direct contact with aqueous electrolytes. Ultrahigh stability is demonstrated to be achievable through the utilization of a systematic multifactorial approach in this study. EG‐OFETs with operational stability and lifetime several orders of magnitude higher than the state of the art have been fabricated by carefully controlling a set of intricate stability‐limiting factors, including contamination and corrosion. The indacenodithiophene‐co‐benzothiadiazole (IDTBT) EG‐OFETs exhibit operational stability that exceeds 900 min in a variety of widely used electrolytes, with an overall lifetime exceeding 2 months in ultrapure water and 1 month in various electrolytes. The devices were not affected by electrical stress‐induced trap states and can remain stable even in voltage ranges where electrochemical doping occurs. To validate the applicability of our stabilized device for biosensing applications, the reliable detection of the protein lysozyme in ultrapure water and in a physiological sodium phosphate buffer solution for 1500 min was demonstrated. The results show that polymer‐based EG‐OFETs are a viable architecture not only for short‐term but also for long‐term biosensing applications.

Medical implants offer a unique and powerful therapeutic approach in many areas of medicine. However, their lifetime is often limited as they may cause a foreign body reaction (FBR) leading to their encapsulation by scar tissue. Despite the importance of this process, how cells recognise implanted materials is still poorly understood5,6. Here, we show how the mechanical mismatch between implants and host tissue leads to FBR. Fibroblasts and macrophages, which are both crucially involved in mediating FBR, became activated when cultured on materials just above the stiffness found in healthy tissue. Coating implants with a thin layer of hydrogel or silicone with a tissue-like elastic modulus of ~1 kPa or below led to significantly reduced levels of inflammation and fibrosis after chronic implantation both in peripheral nerves and subcutaneously. This effect was linked to the nuclear localisation of the mechanosensitive transcriptional regulator YAP in vivo. Hence, we identify the mechanical mismatch between implant and tissue as a driver of FBR. Soft implant coatings matching the mechanical properties of host tissue minimized FBR and may be used as a novel therapeutic strategy to improve long-term biomedical implant stability without extensive modification of current implant manufacturing techniques, thus facilitating clinical translation.

Tissue mechanics is important for development; however, the spatio-temporal dynamics of in vivo tissue stiffness is still poorly understood. We here developed tiv-AFM, combining time-lapse in vivo atomic force microscopy with upright fluorescence imaging of embryonic tissue, to show that in the developing Xenopus brain, a stiffness gradient evolves over time because of differential cell proliferation. Subsequently, axons turn to follow this gradient, underpinning the importance of time-resolved mechanics measurements.

Abstract The T-cell receptor (TCR) is thought to be triggered either by mechano-transduction or local tyrosine phosphatase exclusion at cell-cell contacts. However, the effects of the mechanical properties of activating surfaces have only been tested for late-stage T-cell activation, and phosphatase segregation has mostly been studied on glass-supported lipid bilayers that favor imaging but are orders-of-magnitude stiffer than typical cells. We developed a method for attaching lipid bilayers to polydimethylsiloxane polymer supports, producing ‘soft bilayers’ with physiological levels of mechanical resistance (Young’s modulus of 4 kPa). Comparisons of T-cell behavior on soft and glass-supported bilayers revealed that early calcium signaling is unaffected by substrate rigidity, implying that early steps in TCR triggering are not mechanosensitive. Robust phosphatase exclusion was observed on the soft bilayers, however, suggesting it likely occurs at cell-cell contacts. This work sets the stage for an imaging-based exploration of receptor signaling under conditions closely mimicking physiological cell-cell contact.