Coronavirus disease 2019 (COVID-19) is a mild to moderate respiratory tract infection, however, a subset of patients progress to severe disease and respiratory failure. The mechanism of protective immunity in mild forms and the pathogenesis of severe COVID-19 associated with increased neutrophil counts and dysregulated immune responses remain unclear. In a dual-center, two-cohort study, we combined single-cell RNA-sequencing and single-cell proteomics of whole-blood and peripheral-blood mononuclear cells to determine changes in immune cell composition and activation in mild versus severe COVID-19 (242 samples from 109 individuals) over time. HLA-DRhiCD11chi inflammatory monocytes with an interferon-stimulated gene signature were elevated in mild COVID-19. Severe COVID-19 was marked by occurrence of neutrophil precursors, as evidence of emergency myelopoiesis, dysfunctional mature neutrophils, and HLA-DRlo monocytes. Our study provides detailed insights into the systemic immune response to SARS-CoV-2 infection and reveals profound alterations in the myeloid cell compartment associated with severe COVID-19.

Severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) has caused the rapidly unfolding coronavirus disease 2019 (COVID-19) pandemic1,2. Clinical manifestations of COVID-19 vary, ranging from asymptomatic infection to respiratory failure. The mechanisms that determine such variable outcomes remain unresolved. Here we investigated CD4+ T cells that are reactive against the spike glycoprotein of SARS-CoV-2 in the peripheral blood of patients with COVID-19 and SARS-CoV-2-unexposed healthy donors. We detected spike-reactive CD4+ T cells not only in 83% of patients with COVID-19 but also in 35% of healthy donors. Spike-reactive CD4+ T cells in healthy donors were primarily active against C-terminal epitopes in the spike protein, which show a higher homology to spike glycoproteins of human endemic coronaviruses, compared with N-terminal epitopes. Spike-protein-reactive T cell lines generated from SARS-CoV-2-naive healthy donors responded similarly to the C-terminal region of the spike proteins of the human endemic coronaviruses 229E and OC43, as well as that of SARS-CoV-2. This results indicate that spike-protein cross-reactive T cells are present, which were probably generated during previous encounters with endemic coronaviruses. The effect of pre-existing SARS-CoV-2 cross-reactive T cells on clinical outcomes remains to be determined in larger cohorts. However, the presence of spike-protein cross-reactive T cells in a considerable fraction of the general population may affect the dynamics of the current pandemic, and has important implications for the design and analysis of upcoming trials investigating COVID-19 vaccines. A study of patients with COVID-19 and healthy donors found CD4+ T cells that react to the spike protein of SARS-CoV-2 and human endemic coronaviruses; however, the effect of pre-existing SARS-CoV-2 cross-reactive T cells on clinical outcomes remains to be determined.

To investigate the immune response and mechanisms associated with severe coronavirus disease 2019 (COVID-19), we performed single-cell RNA sequencing on nasopharyngeal and bronchial samples from 19 clinically well-characterized patients with moderate or critical disease and from five healthy controls. We identified airway epithelial cell types and states vulnerable to severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) infection. In patients with COVID-19, epithelial cells showed an average three-fold increase in expression of the SARS-CoV-2 entry receptor ACE2, which correlated with interferon signals by immune cells. Compared to moderate cases, critical cases exhibited stronger interactions between epithelial and immune cells, as indicated by ligand–receptor expression profiles, and activated immune cells, including inflammatory macrophages expressing CCL2, CCL3, CCL20, CXCL1, CXCL3, CXCL10, IL8, IL1B and TNF. The transcriptional differences in critical cases compared to moderate cases likely contribute to clinical observations of heightened inflammatory tissue damage, lung injury and respiratory failure. Our data suggest that pharmacologic inhibition of the CCR1 and/or CCR5 pathways might suppress immune hyperactivation in critical COVID-19. Single-cell analysis of COVID-19 patient samples identifies activated immune pathways that correlate with severe disease.

The COVID-19 pandemic is an unprecedented global challenge, and point-of-care diagnostic classifiers are urgently required. Here, we present a platform for ultra-high-throughput serum and plasma proteomics that builds on ISO13485 standardization to facilitate simple implementation in regulated clinical laboratories. Our low-cost workflow handles up to 180 samples per day, enables high precision quantification, and reduces batch effects for large-scale and longitudinal studies. We use our platform on samples collected from a cohort of early hospitalized cases of the SARS-CoV-2 pandemic and identify 27 potential biomarkers that are differentially expressed depending on the WHO severity grade of COVID-19. They include complement factors, the coagulation system, inflammation modulators, and pro-inflammatory factors upstream and downstream of interleukin 6. All protocols and software for implementing our approach are freely available. In total, this work supports the development of routine proteomic assays to aid clinical decision making and generate hypotheses about potential COVID-19 therapeutic targets.

COVID-19-induced "acute respiratory distress syndrome" (ARDS) is associated with prolonged respiratory failure and high mortality, but the mechanistic basis of lung injury remains incompletely understood. Here, we analyze pulmonary immune responses and lung pathology in two cohorts of patients with COVID-19 ARDS using functional single-cell genomics, immunohistology, and electron microscopy. We describe an accumulation of CD163-expressing monocyte-derived macrophages that acquired a profibrotic transcriptional phenotype during COVID-19 ARDS. Gene set enrichment and computational data integration revealed a significant similarity between COVID-19-associated macrophages and profibrotic macrophage populations identified in idiopathic pulmonary fibrosis. COVID-19 ARDS was associated with clinical, radiographic, histopathological, and ultrastructural hallmarks of pulmonary fibrosis. Exposure of human monocytes to SARS-CoV-2, but not influenza A virus or viral RNA analogs, was sufficient to induce a similar profibrotic phenotype in vitro. In conclusion, we demonstrate that SARS-CoV-2 triggers profibrotic macrophage responses and pronounced fibroproliferative ARDS.

The emergence of SARS-CoV-2 led to pandemic spread of coronavirus disease 2019 (COVID-19), manifesting with respiratory symptoms and multi-organ dysfunction. Detailed characterization of virus-neutralizing antibodies and target epitopes is needed to understand COVID-19 pathophysiology and guide immunization strategies. Among 598 human monoclonal antibodies (mAbs) from 10 COVID-19 patients, we identified 40 strongly neutralizing mAbs. The most potent mAb, CV07-209, neutralized authentic SARS-CoV-2 with an IC

SummaryBackgroundHeterologous vaccine regimens have been widely discussed as a way to mitigate intermittent supply shortages and to improve immunogenicity and safety of COVID-19 vaccines. We aimed to assess the reactogenicity and immunogenicity of heterologous immunisations with ChAdOx1 nCov-19 (AstraZeneca, Cambridge, UK) and BNT162b2 (Pfizer-BioNtech, Mainz, Germany) compared with homologous BNT162b2 and ChAdOx1 nCov-19 immunisation.MethodsThis is an interim analysis of a prospective observational cohort study enrolling health-care workers in Berlin (Germany) who received either homologous ChAdOx1 nCov-19 or heterologous ChAdOx1 nCov-19–BNT162b2 vaccination with a 10–12-week vaccine interval or homologous BNT162b2 vaccination with a 3-week vaccine interval. We assessed reactogenicity after the first and second vaccination by use of electronic questionnaires on days 1, 3, 5, and 7. Immunogenicity was measured by the presence of SARS-CoV-2-specific antibodies (full spike-IgG, S1-IgG, and RBD-IgG), by an RBD–ACE2 binding inhibition assay (surrogate SARS-CoV-2 virus neutralisation test), a pseudovirus neutralisation assay against two variants of concerns (alpha [B.1.1.7] and beta [B.1.351]), and anti-S1-IgG avidity. T-cell reactivity was measured by IFN-γ release assay.FindingsBetween Dec 27, 2020, and June 14, 2021, 380 participants were enrolled in the study, with 174 receiving homologous BNT162b2 vaccination, 38 receiving homologous ChAdOx1 nCov-19 vaccination, and 104 receiving ChAdOx1 nCov-19–BNT162b2 vaccination. Systemic symptoms were reported by 103 (65%, 95% CI 57·1–71·8) of 159 recipients of homologous BNT162b2, 14 (39%, 24·8–55·1) of 36 recipients of homologous ChAdOx1 nCov-19, and 51 (49%, 39·6–58·5) of 104 recipients of ChAdOx1 nCov-19–BNT162b2 after the booster immunisation. Median anti-RBD IgG levels 3 weeks after boost immunisation were 5·4 signal to cutoff ratio (S/co; IQR 4·8–5·9) in recipients of homologous BNT162b2, 4·9 S/co (4·3–5·6) in recipients of homologous ChAdOx1 nCov-19, and 5·6 S/co (5·1–6·1) in recipients of ChAdOx1 nCov-19– BNT162b2. Geometric mean of 50% inhibitory dose against alpha and beta variants were highest in recipients of ChAdOx1 nCov-19–BNT162b2 (956·6, 95% CI 835·6–1095, against alpha and 417·1, 349·3–498·2, against beta) compared with those in recipients of homologous ChAdOx1 nCov-19 (212·5, 131·2–344·4, against alpha and 48·5, 28·4–82·8, against beta; both p<0·0001) or homologous BNT162b2 (369·2, 310·7–438·6, against alpha and 72·4, 60·5–86·5, against beta; both p<0·0001). SARS-CoV-2 S1 T-cell reactivity 3 weeks after boost immunisation was highest in recipients of ChAdOx1 nCov-19–BNT162b2 (median IFN-γ concentration 4762 mIU/mL, IQR 2723–8403) compared with that in recipients of homologous ChAdOx1 nCov-19 (1061 mIU/mL, 599–2274, p<0·0001) and homologous BNT162b2 (2026 mIU/mL, 1459–4621, p=0·0008) vaccination.InterpretationThe heterologous ChAdOx1 nCov-19–BNT162b2 immunisation with 10–12-week interval, recommended in Germany, is well tolerated and improves immunogenicity compared with homologous ChAdOx1 nCov-19 vaccination with 10–12-week interval and BNT162b2 vaccination with 3-week interval. Heterologous prime-boost immunisation strategies for COVID-19 might be generally applicable.FundingForschungsnetzwerk der Universitätsmedizin zu COVID-19, the German Ministry of Education and Research, Zalando SE.

Summary Severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) has caused a rapidly unfolding pandemic, overwhelming health care systems worldwide 1 . Clinical manifestations of Coronavirus-disease 2019 (COVID-19) vary broadly, ranging from asymptomatic infection to acute respiratory failure and death 2 , yet the underlying mechanisms for this high variability are still unknown. Similarly, the role of host immune responses in viral clearance of COVID-19 remains unresolved. For SARS-CoV (2002/03), however, it has been reported that CD4 + T cell responses correlated with positive outcomes 3,4 , whereas T cell immune responses to SARS-CoV-2 have not yet been characterized. Here, we describe an assay that allows direct detection and characterization of SARS-CoV-2 spike glycoprotein (S)-reactive CD4 + T cells in peripheral blood. We demonstrate the presence of S-reactive CD4 + T cells in 83% of COVID-19 patients, as well as in 34% of SARS-CoV-2 seronegative healthy donors (HD), albeit at lower frequencies. Strikingly, S-reactive CD4 + T cells in COVID-19 patients equally targeted N-terminal and C-terminal epitopes of S whereas in HD S-reactive CD4 + T cells reacted almost exclusively to the C-terminal epitopes that are a) characterized by higher homology with spike glycoprotein of human endemic “common cold” coronaviruses (hCoVs), and b) contains the S2 subunit of S with the cytoplasmic peptide (CP), the fusion peptide (FP), and the transmembrane domain (TM) but not the receptor-binding domain (RBD). In contrast to S-reactive CD4 + T cells in HD, S-reactive CD4 + T cells from COVID-19 patients co-expressed CD38 and HLA-DR, indivative of their recent in vivo activation. Our study is the first to directly measure SARS-CoV-2-reactive T cell responses providing critical tools for large scale testing and characterization of potential cross-reactive cellular immunity to SARS-CoV-2. The presence of pre-existing SARS-CoV-2-reactive T cells in a subset of SARS-CoV-2 naïve HD is of high interest but larger scale prospective cohort studies are needed to assess whether their presence is a correlate of protection or pathology for COVID-19. Results of such studies will be key for a mechanistic understanding of the SARS-CoV-2 pandemic, adaptation of containment methods and to support vaccine development.

Abstract The systemic immune response to viral infection is shaped by master transcription factors such as NFκB or PU.1. Although long non-coding RNAs (lncRNAs) have been suggested as important regulators of transcription factor activity, their contributions to the systemic immunopathologies observed during SARS-CoV-2 infection have remained unknown. Here, we employed a targeted single-cell RNA-seq approach to reveal lncRNAs differentially expressed in blood leukocytes during severe COVID-19. Our results uncover the lncRNA PIRAT as a major PU.1 feedback-regulator in monocytes, governing the production of the alarmins S100A8/A9 – key drivers of COVID-19 pathogenesis. Knockout and transgene expression, combined with chromatin-occupancy profiling characterized PIRAT as a nuclear decoy RNA, diverting the PU.1 transcription factor from alarmin promoters to dead-end pseudogenes in naïve monocytes. NFκB-dependent PIRAT down-regulation during COVID-19 consequently releases a transcriptional brake, fueling alarmin production. Our results suggest a major role of nuclear noncoding RNA circuits in systemic antiviral responses to SARS-CoV-2 in humans.