Abstract Characterizing the transcriptome of individual cells is fundamental to understanding complex biological systems. We describe a droplet-based system that enables 3′ mRNA counting of tens of thousands of single cells per sample. Cell encapsulation, of up to 8 samples at a time, takes place in ∼6 min, with ∼50% cell capture efficiency. To demonstrate the system’s technical performance, we collected transcriptome data from ∼250k single cells across 29 samples. We validated the sensitivity of the system and its ability to detect rare populations using cell lines and synthetic RNAs. We profiled 68k peripheral blood mononuclear cells to demonstrate the system’s ability to characterize large immune populations. Finally, we used sequence variation in the transcriptome data to determine host and donor chimerism at single-cell resolution from bone marrow mononuclear cells isolated from transplant patients.

A microfluidics approach that links short sequence reads enables haplotype construction and complex variation identification from tiny amounts of input DNA. Haplotyping of human chromosomes is a prerequisite for cataloguing the full repertoire of genetic variation. We present a microfluidics-based, linked-read sequencing technology that can phase and haplotype germline and cancer genomes using nanograms of input DNA. This high-throughput platform prepares barcoded libraries for short-read sequencing and computationally reconstructs long-range haplotype and structural variant information. We generate haplotype blocks in a nuclear trio that are concordant with expected inheritance patterns and phase a set of structural variants. We also resolve the structure of the EML4-ALK gene fusion in the NCI-H2228 cancer cell line using phased exome sequencing. Finally, we assign genetic aberrations to specific megabase-scale haplotypes generated from whole-genome sequencing of a primary colorectal adenocarcinoma. This approach resolves haplotype information using up to 100 times less genomic DNA than some methods and enables the accurate detection of structural variants.

R-spondin and Wnt ligand families act non-redundantly and cooperatively within the same molecular pathway in the intestinal stem-cell niche to maintain stem-cell competency and drive stem-cell expansion. Wnt ligands interact with FZD and Lrp5/6-type receptors to influence diverse developmental, homeostatic and pathologic processes through β-catenin-dependent signalling. However, the promiscuity of Wnt ligands towards several receptors and the fact that Wnts can be hydrophobic make it difficult to produce therapeutic recombinant Wnts. Calvin Kuo and colleagues use a novel water-soluble Wnt agonist, developed by Chris Garcia and his team, in the mouse intestinal stem-cell niche to dissect the respective roles of R-spondin and Wnt ligands, both of which activate similar signalling receptors and pathways. They find that Lgr5+ intestinal stem cells normally differentiate unless both R-spondin and Wnt ligands are present. However, on their own, each ligand acts non-redundantly and in cooperation with Wnt agonist activating R-spondin receptors to maintain stem-cell competency.These receptorsare in turn activated in the presence of R-spondin to drive stem-cell expansion. Elsewhere in this issue, Chris Garcia and colleagues present their surrogate water-soluble Wnt agonists that have specificity towards certain FZDs.The new agonists act similarly to Wnt3 in differentiation assays towards the osteogenic lineage in vitro, can maintain intestinal organoid cultures, and have in vivo effects on the mouse liver. These water-soluble Wnt agonists could be used in a range of assays to understand this signalling pathway and modulate it in therapeutical applications. The canonical Wnt/β-catenin signalling pathway governs diverse developmental, homeostatic and pathological processes. Palmitoylated Wnt ligands engage cell-surface frizzled (FZD) receptors and LRP5 and LRP6 co-receptors, enabling β-catenin nuclear translocation and TCF/LEF-dependent gene transactivation1,2,3. Mutations in Wnt downstream signalling components have revealed diverse functions thought to be carried out by Wnt ligands themselves. However, redundancy between the 19 mammalian Wnt proteins and 10 FZD receptors1 and Wnt hydrophobicity have made it difficult to attribute these functions directly to Wnt ligands2,3. For example, individual mutations in Wnt ligands have not revealed homeostatic phenotypes in the intestinal epithelium4—an archetypal canonical, Wnt pathway-dependent, rapidly self-renewing tissue, the regeneration of which is fueled by proliferative crypt Lgr5+ intestinal stem cells (ISCs)5,6,7,8,9. R-spondin ligands (RSPO1–RSPO4) engage distinct LGR4–LGR6, RNF43 and ZNRF3 receptor classes10,11,12,13, markedly potentiate canonical Wnt/β-catenin signalling, and induce intestinal organoid growth in vitro and Lgr5+ ISCs in vivo8,14,15,16,17. However, the interchangeability, functional cooperation and relative contributions of Wnt versus RSPO ligands to in vivo canonical Wnt signalling and ISC biology remain unknown. Here we identify the functional roles of Wnt and RSPO ligands in the intestinal crypt stem-cell niche. We show that the default fate of Lgr5+ ISCs is to differentiate, unless both RSPO and Wnt ligands are present. However, gain-of-function studies using RSPO ligands and a new non-lipidated Wnt analogue reveal that these ligands have qualitatively distinct, non-interchangeable roles in ISCs. Wnt proteins are unable to induce Lgr5+ ISC self-renewal, but instead confer a basal competency by maintaining RSPO receptor expression that enables RSPO ligands to actively drive and specify the extent of stem-cell expansion. This functionally non-equivalent yet cooperative interaction between Wnt and RSPO ligands establishes a molecular precedent for regulation of mammalian stem cells by distinct priming and self-renewal factors, with broad implications for precise control of tissue regeneration.

The distal lung contains terminal bronchioles and alveoli that facilitate gas exchange. Three-dimensional in vitro human distal lung culture systems would strongly facilitate the investigation of pathologies such as interstitial lung disease, cancer and coronavirus disease 2019 (COVID-19) pneumonia caused by severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2). Here we describe the development of a long-term feeder-free, chemically defined culture system for distal lung progenitors as organoids derived from single adult human alveolar epithelial type II (AT2) or KRT5+ basal cells. AT2 organoids were able to differentiate into AT1 cells, and basal cell organoids developed lumens lined with differentiated club and ciliated cells. Single-cell analysis of KRT5+ cells in basal organoids revealed a distinct population of ITGA6+ITGB4+ mitotic cells, whose offspring further segregated into a TNFRSF12Ahi subfraction that comprised about ten per cent of KRT5+ basal cells. This subpopulation formed clusters within terminal bronchioles and exhibited enriched clonogenic organoid growth activity. We created distal lung organoids with apical-out polarity to present ACE2 on the exposed external surface, facilitating infection of AT2 and basal cultures with SARS-CoV-2 and identifying club cells as a target population. This long-term, feeder-free culture of human distal lung organoids, coupled with single-cell analysis, identifies functional heterogeneity among basal cells and establishes a facile in vitro organoid model of human distal lung infections, including COVID-19-associated pneumonia. A long-term culture method for organoids derived from single adult human lung cells is used to identify progenitor cells and study SARS-CoV-2 infection.

Several cell populations have been reported to possess intestinal stem cell (ISC) activity during homeostasis and injury-induced regeneration. Here, we explored inter-relationships between putative mouse ISC populations by comparative RNA-sequencing (RNA-seq). The transcriptomes of multiple cycling ISC populations closely resembled Lgr5+ ISCs, the most well-defined ISC pool, but Bmi1-GFP+ cells were distinct and enriched for enteroendocrine (EE) markers, including Prox1. Prox1-GFP+ cells exhibited sustained clonogenic growth in vitro, and lineage-tracing of Prox1+ cells revealed long-lived clones during homeostasis and after radiation-induced injury in vivo. Single-cell mRNA-seq revealed two subsets of Prox1-GFP+ cells, one of which resembled mature EE cells while the other displayed low-level EE gene expression but co-expressed tuft cell markers, Lgr5 and Ascl2, reminiscent of label-retaining secretory progenitors. Our data suggest that the EE lineage, including mature EE cells, comprises a reservoir of homeostatic and injury-inducible ISCs, extending our understanding of cellular plasticity and stemness.

Single-cell CRISPR screens enable the exploration of mammalian gene function and genetic regulatory networks. However, use of this technology has been limited by reliance on indirect indexing of single-guide RNAs (sgRNAs). Here we present direct-capture Perturb-seq, a versatile screening approach in which expressed sgRNAs are sequenced alongside single-cell transcriptomes. Direct-capture Perturb-seq enables detection of multiple distinct sgRNA sequences from individual cells and thus allows pooled single-cell CRISPR screens to be easily paired with combinatorial perturbation libraries that contain dual-guide expression vectors. We demonstrate the utility of this approach for high-throughput investigations of genetic interactions and, leveraging this ability, dissect epistatic interactions between cholesterol biogenesis and DNA repair. Using direct capture Perturb-seq, we also show that targeting individual genes with multiple sgRNAs per cell improves efficacy of CRISPR interference and activation, facilitating the use of compact, highly active CRISPR libraries for single-cell screens. Last, we show that hybridization-based target enrichment permits sensitive, specific sequencing of informative transcripts from single-cell RNA-seq experiments. Single-cell CRISPR screens are readily multiplexed and scaled with an improved version of Perturb-seq.

ABSTRACT The distal lung contains terminal bronchioles and alveoli that facilitate gas exchange and is affected by disorders including interstitial lung disease, cancer, and SARS-CoV-2-associated COVID-19 pneumonia. Investigations of these localized pathologies have been hindered by a lack of 3D in vitro human distal lung culture systems. Further, human distal lung stem cell identification has been impaired by quiescence, anatomic divergence from mouse and lack of lineage tracing and clonogenic culture. Here, we developed robust feeder-free, chemically-defined culture of distal human lung progenitors as organoids derived clonally from single adult human alveolar epithelial type II (AT2) or KRT5 + basal cells. AT2 organoids exhibited AT1 transdifferentiation potential, while basal cell organoids progressively developed lumens lined by differentiated club and ciliated cells. Organoids consisting solely of club cells were not observed. Upon single cell RNA-sequencing (scRNA-seq), alveolar organoids were composed of proliferative AT2 cells; however, basal organoid KRT5 + cells contained a distinct ITGA6 + ITGB4 + mitotic population whose proliferation segregated to a TNFRSF12A hi subfraction. Clonogenic organoid growth was markedly enriched within the TNFRSF12A hi subset of FACS-purified ITGA6 + ITGB4 + basal cells from human lung or derivative organoids. In vivo , TNFRSF12A + cells comprised ~10% of KRT5 + basal cells and resided in clusters within terminal bronchioles. To model COVID-19 distal lung disease, we everted the polarity of basal and alveolar organoids to rapidly relocate differentiated club and ciliated cells from the organoid lumen to the exterior surface, thus displaying the SARS-CoV-2 receptor ACE2 on the outwardly-facing apical aspect. Accordingly, basal and AT2 “apical-out” organoids were infected by SARS-CoV-2, identifying club cells as a novel target population. This long-term, feeder-free organoid culture of human distal lung alveolar and basal stem cells, coupled with single cell analysis, identifies unsuspected basal cell functional heterogeneity and exemplifies progenitor identification within a slowly proliferating human tissue. Further, our studies establish a facile in vitro organoid model for human distal lung infectious diseases including COVID-19-associated pneumonia.

Characterizing the transcriptome of individual cells is fundamental to understanding complex biological systems. We describe a droplet-based system that enables 3′ mRNA counting of up to tens of thousands of single cells per sample. Cell encapsulation in droplets takes place in ~6 minutes, with ~50% cell capture efficiency, up to 8 samples at a time. The speed and efficiency allow the processing of precious samples while minimizing stress to cells. To demonstrate the system′s technical performance and its applications, we collected transcriptome data from ~¼ million single cells across 29 samples. First, we validate the sensitivity of the system and its ability to detect rare populations using cell lines and synthetic RNAs. Then, we profile 68k peripheral blood mononuclear cells (PBMCs) to demonstrate the system′s ability to characterize large immune populations. Finally, we use sequence variation in the transcriptome data to determine host and donor chimerism at single cell resolution in bone marrow mononuclear cells (BMMCs) of transplant patients. This analysis enables characterization of the complex interplay between donor and host cells and monitoring of treatment response. This high-throughput system is robust and enables characterization of diverse biological systems with single cell mRNA analysis.

Pairing CRISPR-based genetic screens with single-cell transcriptional phenotypes (Perturb-seq) has advanced efforts to explore the function of mammalian genes and genetic networks. We present strategies for Perturb-seq that enable direct capture of CRISPR sgRNAs within 3' or 5' single-cell RNA-sequencing libraries using the 10x Genomics platform. This technology greatly expands the accessibility, scalability, and flexibility of Perturb-seq, specifically enabling use with programmed combinatorial perturbations and multiplexing with multi-omic measurements.