At tripartite synapses, astrocytes enmesh synaptic contacts, but how astrocytes contribute to the formation, maturation and plasticity of synapses remains elusive. Here we show that both astrocytes and neurons abundantly express neurexin-1, a presynaptic adhesion molecule that controls synaptic properties. Using super-resolution imaging, we demonstrate that presynaptic neuronal and astrocytic neurexin-1 form discrete nanoclusters at excitatory synapses. We find that distinct patterns of heparan sulfate modification and alternative splicing confer onto astrocytic and neuronal neurexin-1 different ligand specificities, thereby enabling compartment-specific signaling by neurexin-1. At hippocampal Schaffer-collateral synapses, deletion of neurexin-1 from either astrocytes or neurons did not alter synapse numbers, but differentially impaired synapse function. Neuronal neurexin-1 was essential for NMDA-receptor-mediated synaptic responses, whereas astrocytic neurexin-1 was required for maturation of silent synapses, AMPA-receptor recruitment, and long-term potentiation. Thus, astrocytes and neurons surprisingly use the same synaptic adhesion molecule to control distinct synapse properties.

Two seemingly unrelated questions have long motivated studies in neuroscience: How are endocannabinoids, among the most powerful modulators of synaptic transmission, released from neurons? What are the physiological functions of synucleins, key contributors to Parkinson’s Disease? Here, we report an unexpected convergence of these two questions: Endocannabinoids are released via vesicular exocytosis from postsynaptic neurons by a synuclein-dependent mechanism. Specifically, we find that deletion of all synucleins selectively blocks all endocannabinoid-dependent synaptic plasticity; this block is reversed by postsynaptic expression of wildtype but not of mutant α-synuclein. Loading postsynaptic neurons with endocannabinoids via patch-pipette dialysis suppressed presynaptic neurotransmitter release in wildtype but not in synuclein-deficient neurons, suggesting that the synuclein deletion blocks endocannabinoid release. Direct optical monitoring of endocannabinoid release confirmed the requirement of synucleins. Given the role of synucleins in vesicular exocytosis, the requirement for synucleins in endocannabinoid release indicates that endocannabinoids are secreted via exocytosis. Consistent with this hypothesis, postsynaptic expression of tetanus-toxin light chain, which cleaves synaptobrevin SNAREs, also blocked endocannabinoid-dependent plasticity and release. The unexpected finding that endocannabinoids are released via synuclein-dependent exocytosis assigns a function to synucleins and resolves a longstanding puzzle of how neurons release endocannabinoids to induce synaptic plasticity.