The small airway-on-a-chip allows the recapitulation of human lung pathophysiology in vitro and analysis of responses to drugs. Here we describe the development of a human lung 'small airway-on-a-chip' containing a differentiated, mucociliary bronchiolar epithelium and an underlying microvascular endothelium that experiences fluid flow, which allows for analysis of organ-level lung pathophysiology in vitro. Exposure of the epithelium to interleukin-13 (IL-13) reconstituted the goblet cell hyperplasia, cytokine hypersecretion and decreased ciliary function of asthmatics. Small airway chips lined with epithelial cells from individuals with chronic obstructive pulmonary disease recapitulated features of the disease such as selective cytokine hypersecretion, increased neutrophil recruitment and clinical exacerbation by exposure to viral and bacterial infections. With this robust in vitro method for modeling human lung inflammatory disorders, it is possible to detect synergistic effects of lung endothelium and epithelium on cytokine secretion, identify new biomarkers of disease exacerbation and measure responses to anti-inflammatory compounds that inhibit cytokine-induced recruitment of circulating neutrophils under flow.

The blood-brain barrier (BBB) tightly regulates the entry of solutes from blood into the brain and is disrupted in several neurological diseases. Using Organ-Chip technology, we created an entirely human BBB-Chip with induced pluripotent stem cell (iPSC)-derived brain microvascular endothelial-like cells (iBMECs), astrocytes, and neurons. The iBMECs formed a tight monolayer that expressed markers specific to brain vasculature. The BBB-Chip exhibited physiologically relevant transendothelial electrical resistance and accurately predicted blood-to-brain permeability of pharmacologics. Upon perfusing the vascular lumen with whole blood, the microengineered capillary wall protected neural cells from plasma-induced toxicity. Patient-derived iPSCs from individuals with neurological diseases predicted disease-specific lack of transporters and disruption of barrier integrity. By combining Organ-Chip technology and human iPSC-derived tissue, we have created a neurovascular unit that recapitulates complex BBB functions, provides a platform for modeling inheritable neurological disorders, and advances drug screening, as well as personalized medicine.

Conventional preclinical models often miss drug toxicities, meaning the harm these drugs pose to humans is only realized in clinical trials or when they make it to market. This has caused the pharmaceutical industry to waste considerable time and resources developing drugs destined to fail. Organ-on-a-Chip technology has the potential improve success in drug development pipelines, as it can recapitulate organ-level pathophysiology and clinical responses; however, systematic and quantitative evaluations of Organ-Chips' predictive value have not yet been reported.870 Liver-Chips were analyzed to determine their ability to predict drug-induced liver injury caused by small molecules identified as benchmarks by the Innovation and Quality consortium, who has published guidelines defining criteria for qualifying preclinical models. An economic analysis was also performed to measure the value Liver-Chips could offer if they were broadly adopted in supporting toxicity-related decisions as part of preclinical development workflows.Here, we show that the Liver-Chip met the qualification guidelines across a blinded set of 27 known hepatotoxic and non-toxic drugs with a sensitivity of 87% and a specificity of 100%. We also show that this level of performance could generate over $3 billion annually for the pharmaceutical industry through increased small-molecule R&D productivity.The results of this study show how incorporating predictive Organ-Chips into drug development workflows could substantially improve drug discovery and development, allowing manufacturers to bring safer, more effective medicines to market in less time and at lower costs.Drug development is lengthy and costly, as it relies on laboratory models that fail to predict human reactions to potential drugs. Because of this, toxic drugs sometimes go on to harm humans when they reach clinical trials or once they are in the marketplace. Organ-on-a-Chip technology involves growing cells on small devices to mimic organs of the body, such as the liver. Organ-Chips could potentially help identify toxicities earlier, but there is limited research into how well they predict these effects compared to conventional models. In this study, we analyzed 870 Liver-Chips to determine how well they predict drug-induced liver injury, a common cause of drug failure, and found that Liver-Chips outperformed conventional models. These results suggest that widespread acceptance of Organ-Chips could decrease drug attrition, help minimize harm to patients, and generate billions in revenue for the pharmaceutical industry.

Abstract Human organ-on-a-chip (Organ-Chip) technology has the potential to disrupt preclinical drug discovery and improve success in drug development pipelines as it can recapitulate organ-level pathophysiology and clinical responses. The Innovation and Quality (IQ) consortium formed by multiple pharmaceutical and biotechnology companies to confront this challenge has published guidelines that define criteria for qualifying preclinical models, however, systematic and quantitative evaluation of the predictive value of Organ-Chips has not yet been reported. Here, 870 Liver-Chips were analyzed to determine their ability to predict drug-induced liver injury (DILI) caused by small molecules identified as benchmarks by the IQ consortium. The Liver-Chip met the qualification guidelines across a blinded set of 27 known hepatotoxic and non-toxic drugs with a sensitivity of 87% and a specificity of 100%. A computational economic value analysis suggests that with this performance the Liver-Chip could generate $3 billion annually for the pharmaceutical industry due to increased R&D productivity.

ABSTRACT The intestinal epithelial barrier supports the symbiotic relationship between the microbiota colonizing the intestinal epithelium and the host immune system to maintain homeostasis. Leaky barrier is increasingly recognized as part of the pathogenesis of a number of chronic conditions in addition to inflammatory and infectious diseases. As our understanding on the regulation of the barrier remains limited, effective therapeutic targeting for the compromised barrier is still an unmet need. Here we combined advancements on the organoids and Organ-on-Chip technologies to establish a micro-engineered Colon Intestine-Chip for studying development and regulation of the human intestinal barrier. Our data demonstrate the significance of the endothelium in co-culture with the epithelial cells within a tissue-relevant microenvironment for the establishment of a tight epithelial barrier of polarized cells. Pathway analysis of the RNA sequencing (RNA-Seq), revealed significant upregulation of mechanisms relevant to the maturation of the intestinal epithelium in organoid-derived epithelial cells in co-culture with endothelium as compared to organoids maintained in suspension. We provide evidence that the Colon Intestine-Chip platform responds to interferon gamma (IFNγ), a prototype cytokine utilized to model inflammation-induced barrier disruption, by induction of apoptosis and reorganization of the apical junctional complexes as shown with other systems. We also describe the mechanism of action of interleukin 22 (IL-22) on mature, organoid-derived intestinal epithelial cells that is consistent with barrier disruption. Overall we propose the Colon Intestine-Chip as a promising human organoid-derived platform to decipher mechanisms driving the development of leaky gut in patients and enable their translation for this unmet medical need.

ABSTRACT Successful translation of in vivo experimental data to human patients is an unmet need and a bottleneck in the development of effective therapeutics. micro technology aims to address this need with significant advancements reported recently that enable modeling of organ level function. These microengineered chips enable researcher to recreate critical elements such as in vivo relevant tissue-tissue interface, air-liquid interface, and mechanical forces, such as mechanical stretch and fluidic shear stress, are crucial in emulating tissue level functions. Here, we present the development of a new, comprehensive 3D cell-culture system, where we combined our proprietary Organ-Chip technology with recent advantages in three-dimensional organotypic culture. Leveraging microfabrication techniques, we engineered a flexible chip that consists of a channel containing an organotypic epithelium surrounded by two vacuum channels that can be actuated to stretch the hydrogel throughout its thickness. Furthermore, the ceiling of this channel is a removable lid with a built-in microchannel that can be perfused with liquid or air and removed as needed for direct access to the tissue. The floor of this channel is a porous flexible membrane in contact with a microfluidic channel that provides diffusive mass transport to and from the channel. This additional microfluidic channel can be coated with endothelial cells to emulate a blood vessel and capture endothelial interactions. Our results show that the Open-Top Chip design successfully addresses common challenges associated with the Organs-on-Chips technology, including the capability to incorporate a tissue-specific extracellular matrix gel seeded with primary stromal cells, to reproduce the architectural complexity of tissues by micropatterning the gel, that can be extracted for H&E staining. We provide proof-of-concept data on the feasibility of the system using skin and alveolar epithelial primary cells and by simulating alveolar inflammation.

Rationale: Viral-induced exacerbation of asthma remain a major cause of hospitalization and mortality. New human relevant models of the airways are urgently needed to understand how respiratory infections may trigger asthma attacks, and to advance treatment development. Objectives: To develop a new human relevant model of rhinovirus-induced asthma exacerbation that recapitulates viral infection of asthmatic airway epithelium, neutrophil transepithelial migration, and enables evaluation of immunomodulatory therapy. Methods: A micro-engineered model of fully differentiated human mucociliary airway epithelium was stimulated with IL-13 to induce a Th2-type asthmatic phenotype and infected with live human rhinovirus 16 (HRV16) to reproduce key features of viral-induced asthma exacerbation. Measurements and Main Results: Infection with HRV16 replicated key hallmarks of the cytopathology and inflammatory responses observed in human airways. Generation of a Th2 microenvironment through exogenous IL-13 stimulation induced features of asthmatics airways, including goblet cell hyperplasia, reduction of cilia beating frequency, and endothelial activation, but did not alter rhinovirus infectivity or replication. High resolution kinetic analysis of secreted inflammatory markers revealed that IL-13 treatment altered the IL-6, IFN-beta1, and CXCL10 secretion in response to HRV16. Neutrophil transepithelial migration was greatest when viral infection was combined with IL-13 treatment, while treatment with MK-7123, a CXCR2 antagonist, reduced neutrophil diapedesis in all conditions. Conclusions: This micro-engineered Airway Lung-Chip provides a novel human-relevant platform for exploring the complex mechanisms underlying viral-induced asthma exacerbation. Our data suggest that IL-13 may impair the hosts'ability to mount an appropriate and coordinated immune response to rhinovirus infection. We also show that the Airway Lung-Chip can be used to assess the efficacy of modulators of the immune response. Key words: asthma exacerbation, rhinovirus, Organ-on-chip, Airway Lung-Chip, immune response, high-content imaging### Competing Interest StatementC.L., J.N., A.S., J.N., K.K., T.S, G. H, and R.V. are current or former employees and hold equity of Emulate, Inc.