Molecular communication in biology is mediated by protein interactions. According to the current paradigm, the specificity and affinity required for these interactions are encoded in the precise complementarity of binding interfaces. Even proteins that are disordered under physiological conditions or that contain large unstructured regions commonly interact with well-structured binding sites on other biomolecules. Here we demonstrate the existence of an unexpected interaction mechanism: the two intrinsically disordered human proteins histone H1 and its nuclear chaperone prothymosin-α associate in a complex with picomolar affinity, but fully retain their structural disorder, long-range flexibility and highly dynamic character. On the basis of closely integrated experiments and molecular simulations, we show that the interaction can be explained by the large opposite net charge of the two proteins, without requiring defined binding sites or interactions between specific individual residues. Proteome-wide sequence analysis suggests that this interaction mechanism may be abundant in eukaryotes. A high-affinity complex of histone H1 and prothymosin-α reveals an unexpected interaction mechanism, where the large opposite net charge enables the two proteins to remain highly disordered even in the complex. Disordered protein regions have been increasingly implicated in high-affinity protein–protein interactions. However, once the resulting protein complexes have formed, at least one interacting protein partner has been found to be stably folded. Using a suite of independent biophysical approaches, Ben Schuler and colleagues reveal a ultrahigh-affinity (picomolar) complex between two proteins (histone H1 and its nuclear chaperone prothymosin-α) that both remain fully disordered when bound to each other. High-affinity binding results from numerous, dynamic and non-specific electrostatic interactions along the extended chains of the highly charged polypeptides. This structural feature is prevalent among signalling molecules in eukaryotes, including in humans.

Many eukaryotic proteins are disordered under physiological conditions, and fold into ordered structures only on binding to their cellular targets. Such intrinsically disordered proteins (IDPs) often contain a large fraction of charged amino acids. Here, we use single-molecule Förster resonance energy transfer to investigate the influence of charged residues on the dimensions of unfolded and intrinsically disordered proteins. We find that, in contrast to the compact unfolded conformations that have been observed for many proteins at low denaturant concentration, IDPs can exhibit a prominent expansion at low ionic strength that correlates with their net charge. Charge-balanced polypeptides, however, can exhibit an additional collapse at low ionic strength, as predicted by polyampholyte theory from the attraction between opposite charges in the chain. The pronounced effect of charges on the dimensions of unfolded proteins has important implications for the cellular functions of IDPs.

The dimensions of unfolded and intrinsically disordered proteins are highly dependent on their amino acid composition and solution conditions, especially salt and denaturant concentration. However, the quantitative implications of this behavior have remained unclear, largely because the effective theta-state, the central reference point for the underlying polymer collapse transition, has eluded experimental determination. Here, we used single-molecule fluorescence spectroscopy and two-focus correlation spectroscopy to determine the theta points for six different proteins. While the scaling exponents of all proteins converge to 0.62 ± 0.03 at high denaturant concentrations, as expected for a polymer in good solvent, the scaling regime in water strongly depends on sequence composition. The resulting average scaling exponent of 0.46 ± 0.05 for the four foldable protein sequences in our study suggests that the aqueous cellular milieu is close to effective theta conditions for unfolded proteins. In contrast, two intrinsically disordered proteins do not reach the Θ-point under any of our solvent conditions, which may reflect the optimization of their expanded state for the interactions with cellular partners. Sequence analyses based on our results imply that foldable sequences with more compact unfolded states are a more recent result of protein evolution.

Single-molecule Förster resonance energy transfer (smFRET) is increasingly being used to determine distances, structures, and dynamics of biomolecules in vitro and in vivo. However, generalized protocols and FRET standards to ensure the reproducibility and accuracy of measurements of FRET efficiencies are currently lacking. Here we report the results of a comparative blind study in which 20 labs determined the FRET efficiencies (E) of several dye-labeled DNA duplexes. Using a unified, straightforward method, we obtained FRET efficiencies with s.d. between ±0.02 and ±0.05. We suggest experimental and computational procedures for converting FRET efficiencies into accurate distances, and discuss potential uncertainties in the experiment and the modeling. Our quantitative assessment of the reproducibility of intensity-based smFRET measurements and a unified correction procedure represents an important step toward the validation of distance networks, with the ultimate aim of achieving reliable structural models of biomolecular systems by smFRET-based hybrid methods.

We use the statistics of photon emission from single molecules to probe the ultrafast dynamics of an unfolded protein via Förster resonance energy transfer. Global reconfiguration of the chain occurs on a time scale of ≈50 ns and slows down concomitant with chain collapse under folding conditions. These diffusive dynamics provide a missing link between the phenomenological chemical kinetics commonly used in protein folding and a physical description in terms of quantitative free energy surfaces. The experiments demonstrate the potential of single-molecule methods in accessing the biologically important nanosecond time scales even in heterogeneous populations.

Internal friction, which reflects the "roughness" of the energy landscape, plays an important role for proteins by modulating the dynamics of their folding and other conformational changes. However, the experimental quantification of internal friction and its contribution to folding dynamics has remained challenging. Here we use the combination of single-molecule Förster resonance energy transfer, nanosecond fluorescence correlation spectroscopy, and microfluidic mixing to determine the reconfiguration times of unfolded proteins and investigate the mechanisms of internal friction contributing to their dynamics. Using concepts from polymer dynamics, we determine internal friction with three complementary, largely independent, and consistent approaches as an additive contribution to the reconfiguration time of the unfolded state. We find that the magnitude of internal friction correlates with the compactness of the unfolded protein: its contribution dominates the reconfiguration time of approximately 100 ns of the compact unfolded state of a small cold shock protein under native conditions, but decreases for more expanded chains, and approaches zero both at high denaturant concentrations and in intrinsically disordered proteins that are expanded due to intramolecular charge repulsion. Our results suggest that internal friction in the unfolded state will be particularly relevant for the kinetics of proteins that fold in the microsecond range or faster. The low internal friction in expanded intrinsically disordered proteins may have implications for the dynamics of their interactions with cellular binding partners.

Significance In the interior of a cell, the volume accessible to each protein molecule is restricted by the presence of the large number of other macromolecules. Such a crowded environment is known to affect the stability and folding rates of proteins. In the case of intrinsically disordered proteins (IDPs), however, a class of proteins that lack stable structure, much less is known about the role of crowding effects. We have quantified the conformational changes occurring in IDPs in the presence of high concentrations of different polymers that act as crowding agents. Using single-molecule spectroscopy, we have identified effects that are typical of polymer solutions and have direct implications for the behavior of IDPs within the cell.

Abstract Many biological macromolecules can phase-separate in the cell and form highly concentrated condensates. The mesoscopic dynamics of these assemblies have been widely characterized, but their behavior at the molecular scale has remained more elusive. Here we investigate condensates of two highly charged disordered human proteins as a characteristic example of liquid-liquid phase separation. The dense phase is 1000 times more concentrated and has 300 times higher bulk viscosity than the dilute phase. However, single-molecule spectroscopy in individual droplets reveals that the polypeptide chains are remarkably dynamic, with sub-microsecond reconfiguration times. We rationalize this behavior with large-scale all-atom molecular-dynamics simulations, which reveal an unexpectedly similar short-range molecular environment in the dense and dilute phases, suggesting that local biochemical processes and interactions can remain exceedingly rapid in phase-separated systems.