Abstract Microglial activation plays central roles in neuro-inflammatory and neurodegenerative diseases. Positron emission tomography (PET) targeting 18kDa Translocator Protein (TSPO) is widely used for localising inflammation in vivo , but its quantitative interpretation remains uncertain. We show that TSPO expression increases in activated microglia in mouse brain disease models but does not change in a non-human primate disease model or in common neurodegenerative and neuroinflammatory human diseases. We describe genetic divergence in the TSPO gene promoter, consistent with the hypothesis that the increase in TSPO expression in activated myeloid cells is unique to a subset of species within the Muroidea superfamily of rodents. We show that TSPO is mechanistically linked to classical pro-inflammatory myeloid cell function in rodents but not humans. These data emphasise that TSPO expression in human myeloid cells is related to different phenomena than in mice, and that TSPO PET reflects density of inflammatory cells rather than activation state.

Abstract The lack of understanding of the cellular and molecular basis of clinical and genetic heterogeneity in progressive multiple sclerosis (MS) has hindered the search for new effective therapies. Here, to address this gap, we analysed 632,000 single nuclei RNAseq profiles of 156 brain tissue samples, comprising white matter (WM) lesions, normal appearing WM, grey matter (GM) lesions and normal appearing GM from 54 MS patients and 26 controls. We observed the expected changes in overall neuronal and glial numbers previously described within the classical lesion subtypes. We found highly cell type-specific gene expression changes in MS tissue, with distinct differences between GM and WM areas, confirming different pathologies. However, surprisingly, we did not observe distinct gene expression signatures for the classical different WM lesion types, rather a continuum of change. This indicates that classical lesion characterization better reflects changes in cell abundance than changes in cell type gene expression, and indicates a global disease effect. Furthermore, the major biological determinants of variability in gene expression in MS WM samples relate to individual patient effects, rather than to lesion types or other metadata. We identify four subgroups of MS patients with distinct WM glial gene expression signatures and patterns of oligodendrocyte stress and/or maturation, suggestive of engagement of different pathological processes, with an additional more variable regenerative astrocyte signature. The discovery of these patterns, which were also found in an independent MS patient cohort, provides a framework to use molecular biomarkers to stratify patients for optimal therapeutic approaches for progressive MS, significantly advances our mechanistic understanding of progressive MS, and highlights the need for precision-medicine approaches to address heterogeneity among MS patients.

Abstract Targeting myeloid cells, especially microglia, for the treatment of neuroinflammatory diseases such as multiple sclerosis (MS), is underappreciated. Here, we screened a library of compounds and identified the topoisomerase 1 (TOP1) inhibitor camptothecin (CPT) as a promising drug candidate for microglial modulation. CPT and its FDA-approved analog topotecan (TPT) inhibited inflammatory responses in microglia and macrophages, and ameliorated neuroinflammation in mice. Transcriptomic analysis of sorted microglia revealed an altered transcriptional phenotype following TPT treatment, with Ikzf1 identified as a potential target. Importantly, TOP1 expression was found elevated in several neuroinflammatory conditions, including human MS brains. To achieve targeted delivery to myeloid cells we designed a nanosystem using DNA origami and loaded TPT into it (TopoGami). TopoGami also significantly suppressed the inflammatory response in microglia and mitigated disease progression in MS-like mice. Our findings suggest that TOP1 inhibition represents a therapeutic strategy for neuroinflammatory diseases, and the proposed nanosystem may foster future research and drug development with a demand to target myeloid cells.

Abstract Multiple sclerosis (MS) is a disease of the central nervous system (CNS) that is characterized by inflammation and focal areas of demyelination, ultimately resulting in axonal degradation and neuronal loss. Several lines of evidence point towards a role for microglia and other brain macrophages in disease initiation and progression, but exactly how lesion formation is triggered is currently unknown. Here, we characterized early changes in MS brain tissue through transcriptomic analysis of normal appearing white matter (NAWM). We found that NAWM was characterized by enriched expression of genes associated with inflammation and cellular stress derived from brain macrophages. Single cell RNA sequencing confirmed an early stress response in brain macrophages in NAWM and identified specific macrophage subsets that associate with different stages of demyelinating lesions. These early changes associated with lesion development in MS brain tissue may provide therapeutic targets to limit lesion progression and demyelination.

Abstract Human brain experimental models recapitulating age- and disease-related characteristics are lacking. There is urgent need for human-specific tools that model the complex molecular and cellular interplay between different cell types to assess underlying disease mechanisms and test therapies. Here we present an adapted ex vivo organotypic slice culture method using human post-mortem brain tissue cultured at an air-liquid interface to also study brain white matter. We assessed whether these human post-mortem brain slices recapitulate the in vivo neuropathology and if they are suitable for pathophysiological, experimental and pre-clinical treatment development purposes, specifically regarding leukodystrophies. Human post-mortem brain tissue and cerebrospinal fluid were obtained from control, psychiatric and leukodystrophy donors. Slices were cultured up to six weeks, in culture medium with or without human cerebrospinal fluid. Human post-mortem organotypic brain slice cultures remained viable for at least six weeks ex vivo and maintained tissue structure and diversity of (neural) cell types. Supplementation with cerebrospinal fluid could improve slice recovery. Patient-derived organotypic slice cultures recapitulated and maintained known in vivo neuropathology. The cultures also showed physiologic multicellular responses to lysolecithin-induced demyelination ex vivo, indicating their suitability to study intrinsic repair mechanisms upon injury. The slice cultures were applicable for various experimental studies, as multi-electrode neuronal recordings. Finally, the cultures showed successful cell-type dependent transduction with gene therapy vectors. These human post-mortem organotypic brain slice cultures represent an adapted ex vivo model suitable for multifaceted studies of brain disease mechanisms, boosting translation from human ex vivo to in vivo. This model also allows for assessing potential treatment options, including gene therapy applications. Human post-mortem brain slice cultures are thus a valuable tool in preclinical research to study the pathomechanisms of a wide variety of brain diseases in living human tissue.