The unfolded protein response (UPR) is a conserved homeostatic program that is activated by misfolded proteins in the lumen of the endoplasmic reticulum (ER). Recently, it became evident that aberrant lipid compositions of the ER membrane, referred to as lipid bilayer stress, are equally potent in activating the UPR. The underlying molecular mechanism, however, remained unclear. We show that the most conserved transducer of ER stress, Ire1, uses an amphipathic helix (AH) to sense membrane aberrancies and control UPR activity. In vivo and in vitro experiments, together with molecular dynamics (MD) simulations, identify the physicochemical properties of the membrane environment that control Ire1 oligomerization. This work establishes the molecular mechanism of UPR activation by lipid bilayer stress.

Abstract Biological membranes have a stunning ability to adapt their composition in response to physiological stress and metabolic challenges. Little is known how such perturbations affect individual organelles in eukaryotic cells. Pioneering work provided insights into the subcellular distribution of lipids, but the composition of the endoplasmic reticulum (ER) membrane, which also crucially regulates lipid metabolism and the unfolded protein response, remained insufficiently characterized. Here we describe a method for purifying organellar membranes from yeast, MemPrep. We demonstrate the purity of our ER preparations by quantitative proteomics and document the general utility of MemPrep by isolating vacuolar membranes. Quantitative lipidomics establishes the lipid composition of the ER and the vacuolar membrane. Our findings have important implications for understanding the role of lipids in membrane protein insertion, folding, and their sorting along the secretory pathway. Application of the combined preparative and analytical platform to acutely stressed cells reveals dynamic ER membrane remodeling and establishes molecular fingerprints of lipid bilayer stress.

Abstract Actively maintained close appositions, or contact sites, between organelle membranes, enable the efficient transfer of biomolecules between the various cellular compartments. Several such sites have been described together with their tethering machinery. Despite these advances we are still far from a comprehensive understanding of the function and regulation of most contact sites. To systematically characterize the proteome of contact sites and support the discovery of new tethers and functional molecules, we established a high throughput screening approach in Saccharomyces cerevisiae based on co-localization imaging. We imaged split fluorescence reporters for six different contact sites, two of which have never been studied before, on the background of 1165 strains expressing a mCherry-tagged yeast protein that have a cellular punctate distribution (a hallmark of contact sites). By scoring both co-localization events and effects on reporter size and abundance, we discovered over 100 new potential contact site residents and effectors in yeast. Focusing on several of the newly identified residents, we identified one set of hits as previously unrecognized homologs to Vps13 and Atg2. These proteins share their lipid transport domain, thus expanding this family of lipid transporters. Analysis of another candidate, Ypr097w, which we now call Lec1 ( L ipid-droplet E rgosterol C ortex 1), revealed that this previously uncharacterized protein dynamically shifts between lipid droplets and the cell cortex, and plays a role in regulation of ergosterol distribution in the cell.

ABSTRACT Biological membranes form the functional, dynamic interface that hosts a major fraction of all cellular bioactivity. Proper membrane physiology requires maintenance of a narrow range of physicochemical properties, which must be buffered from external perturbations. While homeostatic adaptation of membrane fluidity to temperature variation is a ubiquitous design feature of ectothermic organisms, such responsive membrane adaptation to external inputs has not been directly observed in mammals. Here, we report that challenging mammalian membrane homeostasis by dietary lipids leads to robust lipidomic remodeling to preserve membrane physical properties. Specifically, exogenous polyunsaturated fatty acids (PUFAs) are rapidly and extensively incorporated into membrane lipids, inducing a reduction in membrane packing. These effects are rapidly compensated both in culture and in vivo by lipidome-wide remodeling, most notably upregulation of saturated lipids and cholesterol. These lipidomic changes result in recovery of membrane packing and permeability. This lipidomic and biophysical compensation is mediated in part by lipid regulatory machinery, whose pharmacological or genetic abrogation results in cytotoxicity when membrane homeostasis is challenged by dietary lipids. These results reveal an essential mammalian mechanism for membrane homeostasis wherein lipidome remodeling in response to dietary lipid inputs preserves functional membrane phenotypes.

Abstract Membrane protein structure determination is not only technically challenging but is further complicated by the removal or displacement of lipids, which can result in non-native conformations or a strong preference for certain states at the exclusion of others. This is especially applicable to mechanosensitive channels (MSC’s) that evolved to gate in response to subtle changes in membrane tension transmitted through the lipid bilayer. E. coli MscS, a model bacterial system, is an ancestral member of the large family of MSCs found across all phyla of walled organisms. As a tension sensor, MscS is very sensitive and highly adaptive; it readily opens under super-threshold tension and closes under no tension, but under lower tensions, it slowly inactivates and can only recover when tension is released. However, existing cryo-EM structures do not explain the entire functional gating cycle of open, closed, and inactivated states. A central question in the field has been the assignment of the frequently observed non-conductive conformation to either a closed or inactivated state. Here, we present a 3 Å MscS structure in native nanodiscs obtained with Glyco-DIBMA polymer extraction, eliminating the lipid removal step that is common to all previous structures. Besides the protein in the non-conductive conformation, we observe well-resolved densities of four endogenous phospholipid molecules intercalating between the lipid-facing and pore-lining helices in preferred orientations. Mutations of positively charged residues coordinating these lipids inhibit MscS inactivation, whereas removal of a negative charge near the lipid-filled crevice increases inactivation. The functional data allows us to assign this class of structures to the inactivated state. This structure reveals preserved lipids in their native locations, and the functional effects of their destabilization illustrate a novel inactivation mechanism based on an uncoupling of the peripheral tension-sensing helices from the gate.

A key event in cellular physiology is the decision between membrane biogenesis and fat storage. Phosphatidic acid (PA) is an important lipid intermediate and signaling lipid at the branch point of these pathways and constantly monitored by the transcriptional repressor Opi1 to orchestrate lipid metabolism. Here, we report on the mechanism of membrane recognition by Opi1 and identify an amphipathic helix (AH) for the selective binding to membranes containing PA over phosphatidylserine (PS). The insertion of the AH into the hydrophobic core of the membrane renders Opi1 sensitive to the lipid acyl chain composition as an important factor contributing to the regulation of membrane biogenesis. Based on these findings, we rationally designed the membrane binding properties of Opi1 to control its responsiveness in the physiological context. Using extensive molecular dynamics (MD) simulations, we identified two PA-selective three-finger grips that tightly bind the phosphate headgroup, while interacting less intimately and more transiently with PS. This work establishes lipid headgroup selectivity as a new feature in the family of AH-containing membrane property sensors.

The endoplasmic reticulum (ER) is a key organelle of membrane biogenesis and crucial for the folding of both membrane and secretory proteins. Stress sensors of the unfolded protein response (UPR) monitor the unfolded protein load in the ER and convey effector functions for the maintenance of ER homeostasis. More recently, it became clear that aberrant compositions of the ER membrane, referred to as lipid bilayer stress, are equally potent activators of the UPR with important implications in obesity and diabetes. How the distinct signals from lipid bilayer stress and proteotoxic stress are processed by the highly conserved UPR transducer Ire1 remains unknown. Here, we have generated a functional, cysteine-less variant of Ire1 and performed systematic cysteine crosslinking experiments to establish the transmembrane architecture of signaling-active clusters in native membranes. We show that the transmembrane helices of two neighboring Ire1 molecules adopt an X-shaped configuration and that this configuration is independent of the primary cause for ER stress. Based on these findings, we propose that different forms of stress converge in a single, signaling-active conformation of Ire1.

ABSTRACT Upon nutrient limitation, budding yeast of Saccharomyces cerevisiae shift from fast growth (the log stage) to quiescence (the stationary stage). This shift is accompanied by liquid-liquid phase separation in the membrane of the vacuole, an endosomal organelle. Recent work indicates that the resulting micron-scale domains in vacuole membranes enable yeast to survive periods of stress. An outstanding question is which molecular changes might cause this membrane phase separation. Here, we conduct lipidomics of vacuole membranes in both the log and stationary stages. Isolation of pure vacuole membranes is challenging in the stationary stage, when lipid droplets are in close contact with vacuoles. Immuno-isolation has previously been shown to successfully purify log-stage vacuole membranes with high organelle specificity, but it was not previously possible to immuno-isolate stationary stage vacuole membranes. Here, we develop Mam3 as a bait protein for vacuole immuno-isolation, and demonstrate low contamination by non-vacuolar membranes. We find that stationary stage vacuole membranes contain surprisingly high fractions of phosphatidylcholine lipids (∼50%), roughly twice as much as log-stage membranes. Moreover, in the stationary stage these lipids have higher melting temperatures, due to longer and more saturated acyl chains. Another surprise is that no significant change in sterol content is observed. These results fit within the predominant view that phase separation in membranes requires at least three types of molecules to be present: lipids with high melting temperatures, lipids with low melting temperatures, and sterols. SIGNIFICANCE STATEMENT When budding yeast shift from growth to quiescence, the membrane of one of their organelles (the vacuole) undergoes liquid-liquid phase separation. What changes in the membrane’s lipids cause this phase transition? Here, we conduct lipidomics of immuno-isolated vacuole membranes. We analyze our data in the context of lipid melting temperatures, inspired by observations that liquid-liquid phase separation in model membranes requires a mixture of lipids with high melting temperatures, lipids with low melting temperatures, and sterols. We find that phase-separated vacuole membranes have higher concentrations of PC lipids, and that those lipids have higher melting temperatures. To conduct our experiments, we developed a tagged version of a protein (Mam3) for immuno-isolation of vacuole membranes.

Cells maintain membrane fluidity by regulating lipid saturation, but the molecular mechanisms of this homeoviscous adaptation remain poorly understood. Here, we have reconstituted the core machinery for sensing and regulating lipid saturation in baker's yeast to directly characterize its response to defined membrane environments. Using spectroscopic techniques and in vitro ubiquitylation, we uncover a unique sensitivity of the transcriptional regulator Mga2 to the abundance, position, and configuration of double bonds in lipid acyl chains and provide unprecedented insight into the molecular rules of membrane adaptivity. Our data challenge the prevailing hypothesis that membrane viscosity serves as the measured variable for regulating lipid saturation. Rather, we show that the signaling output of Mga2 correlates with the size of a single sensor residue in the transmembrane helix, which senses the lateral pressure and/or compressibility profile in a defined region of the membrane. Our findings suggest that membrane property sensors have evolved remarkable sensitivities to highly specific aspects of membrane structure and dynamics, thus paving the way toward the development of genetically encoded reporters for such membrane properties in the future.