Abstract Among the extensive repertoire of carbohydrate-active enzymes, lytic polysaccharide monooxygenases (LPMOs) have a key role in recalcitrant biomass degradation. LPMOs are copper-dependent enzymes that catalyze oxidative cleavage of glycosidic bonds in polysaccharides such as cellulose and chitin. Several LPMOs contain carbohydrate-binding modules (CBMs) that are known to promote LPMO efficiency. Still, structural and functional properties of some of these CBMs remain unknown and it is not clear why some LPMOs, like Cj LPMO10A from Cellvibrio japonicus, have two CBMs ( Cj CBM5 and Cj CBM73). Here, we studied substrate binding by these two CBMs to shine light on the functional variation, and determined the solution structures of both by NMR, which includes the first structure of a member of the CBM73 family. Chitin-binding experiments and molecular dynamics simulations showed that, while both CBMs bind crystalline chitin with K d values in the µM range, Cj CBM73 has higher affinity than Cj CBM5. Furthermore, NMR titration experiments showed that Cj CBM5 binds soluble chitohexaose, whereas no binding to soluble chitin was detected for Cj CBM73. These functional differences correlated with distinctly different architectures of the substrate-binding surfaces of the two CBMs. Taken together, these results provide insight into natural variation among related chitin-binding CBMs and the possible functional implications of such variation.

Abstract Inoculating agricultural soils with N 2 O-respiring bacteria (NRB) can reduce N 2 O-emissions, but would be impractical as a standalone operation. Here we demonstrate that digestates obtained after biogas production are suitable substrates and vectors for NRB. We show that indigenous NRB in digestates grew to high abundance during anaerobic enrichment under N 2 O. Gas-kinetics and meta-omic analyses showed that these NRB's, recovered as metagenome-assembled genomes (MAGs), grew by harvesting fermentation intermediates of the methanogenic consortium. Three NRB's were isolated, one of which matched the recovered MAG of a Dechloromonas , deemed by proteomics to be the dominant producer of N 2 O-reductase in the enrichment. While the isolates harbored genes required for a full denitrification pathway and could thus both produce and sequester N 2 O, their regulatory traits predicted that they act as N 2 O sinks in soil, which was confirmed experimentally. The isolates were grown by aerobic respiration in digestates, and fertilization with these NRB-enriched digestates reduced N 2 O emissions from soil. Our use of digestates for low-cost and large-scale inoculation with NRB in soil can be taken as a blueprint for future applications of this powerful instrument to engineer the soil microbiome, be it for enhancing plant growth, bioremediation, or any other desirable function.

Abstract Lytic polysaccharide monooxygenases (LPMOs) are copper-dependent enzymes that catalyze oxidative cleavage of polysaccharides, such as cellulose and chitin. LPMO action is key to the efficient varlorization of biomass, but the instability of LPMOs in turnover conditions limits their efficiency. LPMO catalysis requires the presence of a reductant, such as ascorbic acid, and hydrogen peroxide, which can be generated in situ in the presence of molecular oxygen and various electron donors.. While it is known that reduced LPMOs are prone to auto-catalytic oxidative damage due to off-pathway reactions with the oxygen co-substrate, little is known about the structural consequences of such damage. Here, we present atomic-level insight into how the structure of the chitin-active Sm LPMO10A is affected by oxidative damage, using NMR and CD spectroscopy. Incubation with ascorbic acid, led to rearrangements of aromatic residues, followed by more profound structural changes near the copper active site and loss of activity. Longer incubation times induced changes in larger parts of the structure, indicative of progressing oxidative damage. Incubation with ascorbic acid in the presence of chitin led to similar changes in the observable (i.e., not substrate-bound) fraction of the enzyme. Upon subsequent addition of H 2 O 2 , which drastically speeds up chitin hydrolysis, NMR signals corresponding to seemingly intact Sm LPMO10A reappeared, indicating dissociation of catalytically competent LPMO. Activity assays confirmed that Sm LPMO10A retained catalytic activity when pre-incubated with chitin before being subjected to conditions that induce oxidative damage. Overall, this study provides structural insights into the process of oxidative damage of Sm LPMO10A and demonstrates the protective effect of the substrate. The impact of turnover conditions on aromatic residues in the core of the enzyme suggests a role for these residues in dealing with redox-active species generated in the copper center.

The discovery of Lytic Polysaccharide Monooxygenases (LPMOs) has been instrumental for the development of economically sustainable lignocellulose biorefineries. Despite the obvious importance of these exceptionally powerful redox enzymes, their mode of action remains enigmatic and their activity and stability under process conditions are hard to control. By using enzyme assays, mass spectrometry and experiments with labeled oxygen atoms, we show that H2O2, and not O2 as previously thought, is the co-substrate of LPMOs. By controlling H2O2 supply, stable reaction kinetics and high enzymatic rates are achieved, the LPMOs work under anaerobic conditions, and the need for adding stoichiometric amounts of reductants is alleviated. These results offer completely new perspectives regarding the mode of action of these unique mono-copper enzymes, the enzymatic conversion of biomass in Nature, and industrial biorefining.

Polysaccharides from plant biomass are the most abundant renewable chemicals on Earth and can potentially be converted to a wide variety of useful glycoconjugates. While anomeric hydroxyl groups of carbohydrates are amenable to a variety of useful chemical modifications, selective cross-coupling to non-reducing ends has remained challenging. Several lytic polysaccharide monooxygenases (LPMOs), powerful enzymes known for their application in cellulose degradation, specifically oxidize non-reducing ends, introducing carbonyl groups that can be utilized for chemical coupling. This study provides a simple and highly specific approach to produce oxime-based glycoconjugates from LPMO-functionalized oligosaccharides. The products are evaluated by HPLC, mass spectrometry and NMR. Furthermore, we demonstrate potential biodegradability of these glycoconjugates using selective enzymes.

Abstract A considerable number of lytic polysaccharide monooxygenases (LPMOs) and other carbohydrate-active enzymes are modular, with catalytic domains being tethered to additional domains, such as carbohydrate-binding modules, by flexible linkers. While such linkers may affect the structure, function, and stability of the enzyme, their roles remain largely enigmatic, as do the reasons for natural variation in length and sequence. Here, we have explored linker functionality using the two-domain cellulose-active Sc LPMO10C from Streptomyces coelicolor as a model system. In addition to investigating the wild-type enzyme, we engineered three linker variants to address the impact of both length and sequence and characterized these using SAXS, NMR, MD simulations, and functional assays. The resulting data revealed that, in the case of Sc LPMO10C, linker length is the main determinant of linker conformation and enzyme performance. Both the wild-type and a serine-rich variant, which have the same linker length, demonstrated better performance compared to those with either a shorter or longer linker. A highlight of our findings was the substantial thermostability observed in the serine-rich variant. Importantly, the linker affects thermal unfolding behavior and enzyme stability. In particular, unfolding studies show that the two domains unfold independently when mixed, while the full-length enzyme shows one cooperative unfolding transition, meaning that the impact of linkers in biomass processing enzymes is more complex than mere structural tethering.

Lytic polysaccharide monooxygenases (LPMOs) are a recently discovered class of monocopper enzymes, broadly distributed across the Tree of Life. We recently reported that LPMOs can use H2O2 as an oxidant, revealing a novel reaction pathway. Here, we aimed to elucidate the H2O2-mediated reaction mechanism with experimental and computational approaches. In silico studies suggest that a network of hydrogen bonds, involving both the enzyme and the substrate, brings H2O2 into a strained reactive conformation, and guides the derived hydroxyl radical towards formation of a copper-oxyl intermediate. The initial H2O2 homolytic cleavage and subsequent hydrogen atom abstraction from chitin by the copper-oxyl intermediate are suggested to be the main energy barriers. Under single turnover conditions, stopped-flow fluorimetry demonstrates that LPMO-Cu(II) reduction to Cu(I) is a fast process compared to the re-oxidation reactions. We found that re-oxidation of LPMO-Cu(I) is 2000-fold faster with H2O2 than with O2, the latter being several orders of magnitude slower than rates reported for other monooxygenases. In agreement with the notion of ternary complex formation, when chitin is added, re-oxidation by H2O2 is accelerated whereas that by O2 slows. Simulations indicated that Glu60, a highly-conserved residue, gates the access to the confined active site and constrains H2O2 during catalysis, and Glu60 mutations significantly decreased the enzyme performance. By providing molecular and kinetic insights into the peroxygenase activity of chitinolytic LPMOs, this study will aid the development of applications of enzymatic and synthetic copper catalysis and contribute to understanding pathogenesis, notably chitinolytic plant defenses against fungi and insects.