Abstract Microscale electrodes, on the order of 10-100 μm, are rapidly becoming critical tools for neuroscience and brain-machine interfaces (BMIs) for their high channel counts and spatial resolution, yet the mechanical details of how probes at this scale insert into brain tissue are largely unknown. Here, we performed quantitative measurements of the force and compression mechanics together with real-time microscopy for in vivo insertion of a systematic series of microelectrode probes as a function of diameter (7.5–100 μm and rectangular Neuropixels) and tip geometry (flat, angled, and electrochemically sharpened). Results elucidated the role of tip geometry, surface forces, and mechanical scaling with diameter. Surprisingly, the insertion force post-pia penetration was constant with distance and did not depend on tip shape. Real-time microscopy revealed that at small enough lengthscales (<25 μm), blood vessel rupture and bleeding during implantation could be entirely avoided. This appears to occur via vessel displacement, avoiding capture on the probe surface which led to elongation and tearing for larger probes. We propose a new, three-zone model to account for the probe size dependence of bleeding, and provide mechanistic guidance for probe design.

Summary Mammalian brains consist of 10s of millions to 100s of billions of neurons operating at millisecond time scales, of which current recording techniques only capture a tiny fraction. Recording techniques capable of sampling neural activity at such temporal resolution have been difficult to scale: The most intensively studied mammalian neuronal networks, such as the neocortex, show layered architecture, where the optimal recording technology samples densely over large areas. However, the need for application-specific designs as well as the mismatch between the threedimensional architecture of the brain and largely two-dimensional microfabrication techniques profoundly limits both neurophysiological research and neural prosthetics. Here, we propose a novel strategy for scalable neuronal recording by combining bundles of glass-ensheathed microwires with large-scale amplifier arrays derived from commercial CMOS of in-vitro MEA systems or high-speed infrared cameras. High signal-to-noise ratio (<20 μV RMS noise floor, SNR up to 25) is achieved due to the high conductivity of core metals in glass-ensheathed microwires allowing for ultrathin metal cores (down to <1 μm) and negligible stray capacitance. Multi-step electrochemical modification of the tip enables ultra-low access impedance with minimal geometric area and largely independent of core diameter. We show that microwire size can be reduced to virtually eliminate damage to the blood-brain-barrier upon insertion and demonstrate that microwire arrays can stably record single unit activity. Combining microwire bundles and CMOS arrays allows for a highly scalable neuronal recording approach, linking the progress of electrical neuronal recording to the rapid scaling of silicon microfabrication. The modular design of the system allows for custom arrangement of recording sites. Our approach of employing bundles of minimally invasive, highly insulated and functionalized microwires to lift a 2-dimensional CMOS architecture into the 3rd dimension can be translated to other CMOS arrays such as electrical stimulation devices.

Abstract Perception, thoughts, and actions are encoded by the coordinated activity of large neuronal populations spread over large areas. Using thin film electrocorticography (ECoG) arrays, this cortical activity has been used to decode speech and individual finger movements, enabling neuroprosthetics, and to localize epileptic foci. However, the connectorization of these multi-thousand channel thin-film arrays to external circuitry is challenging; current state-of-the-art methods are complex, bulky, and unscalable. We address this shortcoming by developing an electrode connector based on an ultra-conformable thin film electrode array that self-assembles onto hard silicon chip sensors, such as microelectrode arrays (MEAs) or camera sensors enabling large channel counts at high density. The interconnects are formed using microfabricated electrode pads suspended by thin support arms, termed flex2chip. Capillary-assisted assembly drives the pads to deform towards the chip surface, and van der Waals forces maintain this deformation, establishing mechanical and Ohmic contact onto individual pixels. We demonstrate a 2200-channel array with a channel density of 272 channels / mm 2 connected to the MEA through the flex2chip interconnection method. Thin film electrode arrays connected through the flex2chip successfully measured extracellular action potentials ex vivo. Furthermore, in a transgenic mouse model for absence epilepsy, Scn8a +/- , we observed highly variable propagation trajectories at micrometer scales, even across the duration of a single spike- and-wave discharge (SWD).

Abstract Planarians have long been studied for their regenerative abilities. Moving forward, tools for ectopic expression of non-native proteins will be of substantial value. Using a luminescent reporter to overcome the strong autofluorescence background of planarian tissues, we demonstrate heterologous protein expression in planarian cells and live animals. Our approach is based on the introduction of mRNA through several nanotechnological and chemical transfection methods. We improve reporter expression by altering untranslated region (UTR) sequences and codon bias, facilitating measurement of expression kinetics both in isolated cells and in whole planarians using luminescence imaging. We also examine protein expression as a function of variations in the UTRs of delivered mRNA, demonstrating a framework to investigate gene regulation at the post-transcriptional level. Together, these advances expand the toolbox for the mechanistic analysis of planarian biology and establish a strong foundation for the development and expansion of transgenic techniques in this unique model system. Motivation The study of planarians has contributed to advances in our understanding of regeneration, stem cell dynamics, and many other fundamental biological processes. However, the persistent challenge of expressing transgenes in planarians has led to the speculation that they may be resistant to transfection. In this work, we develop methods to express exogenous mRNAs in both isolated planarian cells and whole animals by optimizing delivery techniques, genetic constructs, and detection methods. These methods allow us to study transfection kinetics and post-transcriptional regulation of gene expression in a quantitative manner. Beyond planarian research, this work should also provide a broadly applicable strategy to develop similar tools for animals that are also challenging to modify genetically.

Silicon-based planar microelectronics is a powerful tool for scalably recording and modulating neural activity at high spatiotemporal resolution, but it remains challenging to target neural structures in three dimensions (3D). We present a method for directly fabricating 3D arrays of tissue-penetrating microelectrodes onto silicon microelectronics. Leveraging a high-resolution 3D printing technology based on 2-photon polymerization and scalable microfabrication processes, we fabricated arrays of 6,600 microelectrodes 10-130 μm tall and at 35-μm pitch onto a planar silicon-based microelectrode array. The process enables customizable electrode shape, height and positioning for precise targeting of neuron populations distributed in 3D. As a proof of concept, we addressed the challenge of specifically targeting retinal ganglion cell (RGC) somas when interfacing with the retina. The array was customized for insertion into the retina and recording from somas while avoiding the axon layer. We verified locations of the microelectrodes with confocal microscopy and recorded high-resolution spontaneous RGC activity at cellular resolution. This revealed strong somatic and dendritic components with little axon contribution, unlike recordings with planar microelectrode arrays. The technology could be a versatile solution for interfacing silicon microelectronics with neural structures and modulating neural activity at large scale with single-cell resolution.

The clinical and therapeutic value of human in vitro generated monocyte-derived dendritic cell (moDC) and macrophages is well established. However, in line with recent findings regarding myeloid cell ontogeny and due to our limited understanding of their physiological counterparts, transcriptional regulation and heterogeneity, the full potential of these important cellular systems is still underestimated. In this study, we use cutting edge high-dimensional analysis methods to better understand the transcriptional organization, phenotypic heterogeneity and functional differences between human ex vivo isolated and in vitro generated mononuclear phagocytes with the aim to better realize their full potential in the clinic. We demonstrate that human monocytes activated by MCSF or GMCSF most closely resemble inflammatory macrophages identified in vivo, while IL4 signalling in the presence of GMCSF generates moDCs resembling inflammatory DCs in vivo, but not steady state cDC1 or cDC2. Moreover, these reprogramming regimes lead to activated monocytes that present with profoundly different transcriptomic, metabolic, phenotypic and functional profiles. Furthermore, we demonstrate that CD14+ monocytes are integrating multiple exogenous activation signals such as GMCSF and IL4 in a combinatorial and temporal fashion, resulting in a high-dimensional cellular continuum of reprogrammed monocytes dependent on the mode and timing of cytokine exposure. Utilizing nanostraw-based knockdown technology, we demonstrate that the IL4-dependent generation of moDCs relies on the induction, nuclear localization and function of the transcriptional regulator NCOR2. Finally, we unravel unappreciated heterogeneity within the clinically moDCs population and propose a novel high-dimensional phenotyping strategy to better tailor clinical quality control strategies for patient need and culture conditions to enhance therapeutic outcome.

Minimally invasive electrodes of cellular scale that approach a bio-integrative level of neural recording could enable the development of scalable brain machine interfaces that stably interface with the same neural populations over long period of time. In this paper, we designed and created NeuroRoots, a bio-mimetic multi-channel implant sharing similar dimension (10μm wide, 1.5μm thick), mechanical flexibility and spatial distribution as axon bundles in the brain. A simple approach of delivery is reported based on the assembly and controllable immobilization of the electrode onto a 35μm microwire shuttle by using capillarity and surface-tension in aqueous solution. Once implanted into targeted regions of the brain, the microwire was retracted leaving NeuroRoots in the biological tissue with minimal surgical footprint and perturbation of existing neural architectures within the tissue. NeuroRoots was implanted using a platform compatible with commercially available electrophysiology rigs and with measurements of interests in behavioral experiments in adult rats freely moving into maze. We demonstrated that NeuroRoots electrodes reliably detected action potentials for at least 7 weeks and the signal amplitude and shape remained relatively constant during long-term implantation. This research represents a step forward in the direction of developing the next generation of seamless brain-machine interface to study and modulate the activities of specific sub- populations of neurons, and to develop therapies for a plethora of neurological diseases.

Multi-channel electrical recordings of neural activity in the brain is an increasingly powerful method revealing new aspects of neural communication, computation, and prosthetics. However, while planar silicon-based CMOS devices in conventional electronics scale rapidly, neural interface devices have not kept pace. Here, we present a new strategy to interface silicon-based chips with three-dimensional microwire arrays, providing the link between rapidly-developing electronics and high density neural interfaces. The system consists of a bundle of microwires mated to large-scale microelectrode arrays, such as camera chips. This system has excellent recording performance, demonstrated via single unit and local-field potential recordings in isolated retina and in the motor cortex or striatum of awake moving mice. The modular design enables a variety of microwire types and sizes to be integrated with different types of pixel arrays, connecting the rapid progress of commercial multiplexing, digitisation and data acquisition hardware together with a three-dimensional neural interface.

Microscale electrodes are rapidly becoming critical tools for neuroscience and brain-machine interfaces (BMIs) for their high spatial and temporal resolution. However, the mechanics of how devices on this scale insert into brain tissue is unknown, making it difficult to balance between larger probes with higher stiffness, or smaller probes with lower damage. Measurements have been experimentally challenging due to the large deformations, rapid events, and small forces involved. Here we modified a nanoindentation force measurement system to provide the first ultra-high resolution force, distance, and temporal recordings of brain penetration as a function of microwire diameter (7.5 μm to 100 μm) and tip geometry (flat, angled, and electrosharpened). Surprisingly, both penetration force and tissue compression scaled linearly with wire diameter, rather than cross-sectional area. Linear brain compression with wire diameter strongly suggest smaller probes will cause less tissue damage upon insertion, though unexpectedly no statistical difference was observed between angled and flat tipped probes. These first of their kind measurements provide a mechanical framework for designing effective microprobe geometries while limiting mechanical damage.