Severe cases of COVID‐19 are associated with extensive lung damage and the presence of infected multinucleated syncytial pneumocytes. The viral and cellular mechanisms regulating the formation of these syncytia are not well understood. Here, we show that SARS‐CoV‐2‐infected cells express the Spike protein (S) at their surface and fuse with ACE2‐positive neighboring cells. Expression of S without any other viral proteins triggers syncytia formation. Interferon‐induced transmembrane proteins (IFITMs), a family of restriction factors that block the entry of many viruses, inhibit S‐mediated fusion, with IFITM1 being more active than IFITM2 and IFITM3. On the contrary, the TMPRSS2 serine protease, which is known to enhance infectivity of cell‐free virions, processes both S and ACE2 and increases syncytia formation by accelerating the fusion process. TMPRSS2 thwarts the antiviral effect of IFITMs. Our results show that SARS‐CoV‐2 pathological effects are modulated by cellular proteins that either inhibit or facilitate syncytia formation.

Corrigendum1 February 2021free access Syncytia formation by SARS-CoV-2-infected cells Julian Buchrieser Julian Buchrieser Search for more papers by this author Jérémy Dufloo Jérémy Dufloo orcid.org/0000-0002-4963-1378 Search for more papers by this author Mathieu Hubert Mathieu Hubert Search for more papers by this author Blandine Monel Blandine Monel Search for more papers by this author Delphine Planas Delphine Planas Search for more papers by this author Maaran Michael Rajah Maaran Michael Rajah Search for more papers by this author Cyril Planchais Cyril Planchais Search for more papers by this author Françoise Porrot Françoise Porrot Search for more papers by this author Florence Guivel-Benhassine Florence Guivel-Benhassine Search for more papers by this author Sylvie Van der Werf Sylvie Van der Werf Search for more papers by this author Nicoletta Casartelli Nicoletta Casartelli Search for more papers by this author Hugo Mouquet Hugo Mouquet orcid.org/0000-0002-4230-610X Search for more papers by this author Timothée Bruel Timothée Bruel orcid.org/0000-0002-3952-4261 Search for more papers by this author Olivier Schwartz Corresponding Author Olivier Schwartz [email protected] orcid.org/0000-0002-0729-1475 Search for more papers by this author Julian Buchrieser Julian Buchrieser Search for more papers by this author Jérémy Dufloo Jérémy Dufloo orcid.org/0000-0002-4963-1378 Search for more papers by this author Mathieu Hubert Mathieu Hubert Search for more papers by this author Blandine Monel Blandine Monel Search for more papers by this author Delphine Planas Delphine Planas Search for more papers by this author Maaran Michael Rajah Maaran Michael Rajah Search for more papers by this author Cyril Planchais Cyril Planchais Search for more papers by this author Françoise Porrot Françoise Porrot Search for more papers by this author Florence Guivel-Benhassine Florence Guivel-Benhassine Search for more papers by this author Sylvie Van der Werf Sylvie Van der Werf Search for more papers by this author Nicoletta Casartelli Nicoletta Casartelli Search for more papers by this author Hugo Mouquet Hugo Mouquet orcid.org/0000-0002-4230-610X Search for more papers by this author Timothée Bruel Timothée Bruel orcid.org/0000-0002-3952-4261 Search for more papers by this author Olivier Schwartz Corresponding Author Olivier Schwartz [email protected] orcid.org/0000-0002-0729-1475 Search for more papers by this author Author Information Julian Buchrieser, Jérémy Dufloo, Mathieu Hubert, Blandine Monel, Delphine Planas, Maaran Michael Rajah, Cyril Planchais, Françoise Porrot, Florence Guivel-Benhassine, Sylvie Van der Werf, Nicoletta Casartelli, Hugo Mouquet, Timothée Bruel and Olivier Schwartz * *Corresponding author. E-mail: [email protected] The EMBO Journal (2021)40:e107405https://doi.org/10.15252/embj.2020107405 This article corrects the following: Syncytia formation by SARS-CoV-2-infected cells13 October 2020 PDFDownload PDF of article text and main figures. ToolsAdd to favoritesDownload CitationsTrack CitationsPermissions ShareFacebookTwitterLinked InMendeleyWechatReddit Figures & Info In the supporting information of the article, the authors noticed that there was an error in Movie EV1. The right panel (SARS-CoV-2 + IFITM1) showed the same PI channel data (red) as the middle panel (SARS-CoV-2). This mistake occurred during the assembly of the merged movie file and does not change the interpretation of the data. A corrected version of the movie is herewith updated. Supporting Information Movie EV1 (Zip archive, 74 MB) Movie EV1 (Zip archive, 72.7 MB) Next ArticlePrevious Article Read MoreAbout the coverClose modalView large imageVolume 40,Issue 3,01 February 2021This month’s cover highlights the article Architecture of the active post‐translational Sec translocon by Tsai‐Hsuan Weng, Jingdong Cheng, Roland Beckmann and colleagues. Newly synthesized proteins are guided by a signal sequence to the pre‐opened heptameric Sec complex in the ER membrane for translocation. Signal sequence binding is stabilized by the Sec62 subunit and gates the Sec translocon through relocation of the central plug. (Scientific image by Tsai‐Hsuan Weng, LMU Munich) Volume 40Issue 31 February 2021In this issue RelatedDetailsLoading ...

Repurposing drugs as treatments for COVID-19, the disease caused by severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2), has drawn much attention. Beginning with sigma receptor ligands and expanding to other drugs from screening in the field, we became concerned that phospholipidosis was a shared mechanism underlying the antiviral activity of many repurposed drugs. For all of the 23 cationic amphiphilic drugs we tested, including hydroxychloroquine, azithromycin, amiodarone, and four others already in clinical trials, phospholipidosis was monotonically correlated with antiviral efficacy. Conversely, drugs active against the same targets that did not induce phospholipidosis were not antiviral. Phospholipidosis depends on the physicochemical properties of drugs and does not reflect specific target-based activities-rather, it may be considered a toxic confound in early drug discovery. Early detection of phospholipidosis could eliminate these artifacts, enabling a focus on molecules with therapeutic potential.

Abstract Severe cases of COVID-19 are associated with extensive lung damage and the presence of infected multinucleated syncytial pneumocytes. The viral and cellular mechanisms regulating the formation of these syncytia are not well understood. Here, we show that SARS-CoV-2 infected cells express the viral Spike protein (S) at their surface and fuse with ACE2-positive neighbouring cells. Expression of S without any other viral proteins triggers syncytia formation. Type-I interferon (IFN)-induced transmembrane proteins (IFITMs), a family of restriction factors that block the entry of many viruses, inhibit S-mediated fusion, with IFITM1 being more active than IFITM2 and IFITM3. On the contrary, the TMPRSS2 serine protease, which is known to enhance infectivity of cell-free virions, processes both S and ACE2 and increases syncytia formation by accelerating the fusion process. TMPRSS2 thwarts the antiviral effect of IFITMs. Our results show that the pathological effects of SARS-CoV-2 are modulated by cellular proteins that either inhibit or facilitate syncytia formation. One Sentence Summary Syncytia produced by SARS-CoV-2 infected cells and regulation of their formation by IFITMs and TMPRSS2.

Repurposing drugs as treatments for COVID-19 has drawn much attention. A common strategy has been to screen for established drugs, typically developed for other indications, that are antiviral in cells or organisms. Intriguingly, most of the drugs that have emerged from these campaigns, though diverse in structure, share a common physical property: cationic amphiphilicity. Provoked by the similarity of these repurposed drugs to those inducing phospholipidosis, a well-known drug side effect, we investigated phospholipidosis as a mechanism for antiviral activity. We tested 23 cationic amphiphilic drugs-including those from phenotypic screens and others that we ourselves had found-for induction of phospholipidosis in cell culture. We found that most of the repurposed drugs, which included hydroxychloroquine, azithromycin, amiodarone, and four others that have already progressed to clinical trials, induced phospholipidosis in the same concentration range as their antiviral activity; indeed, there was a strong monotonic correlation between antiviral efficacy and the magnitude of the phospholipidosis. Conversely, drugs active against the same targets that did not induce phospholipidosis were not antiviral. Phospholipidosis depends on the gross physical properties of drugs, and does not reflect specific target-based activities, rather it may be considered a confound in early drug discovery. Understanding its role in infection, and detecting its effects rapidly, will allow the community to better distinguish between drugs and lead compounds that more directly impact COVID-19 from the large proportion of molecules that manifest this confounding effect, saving much time, effort and cost.

Abstract Assessing the impact of SARS-CoV-2 on organelle dynamics allows a better understanding of the mechanisms of viral replication. We combine label-free holotomographic microscopy with Artificial Intelligence to visualize and quantify the subcellular changes triggered by SARS-CoV-2 infection. We study the dynamics of shape, position and dry mass of nucleoli, nuclei, lipid droplets and mitochondria within hundreds of single cells from early infection to syncytia formation and death. SARS-CoV-2 infection enlarges nucleoli, perturbs lipid droplets, changes mitochondrial shape and dry mass, and separates lipid droplets from mitochondria. We then used Bayesian network modeling on organelle dry mass states to define organelle cross-regulation networks and report modifications of organelle cross-regulation that are triggered by infection and syncytia formation. Our work highlights the subcellular remodeling induced by SARS-CoV-2 infection and provides an Artificial Intelligence-enhanced, label-free methodology to study in real-time the dynamics of cell populations and their content.

Retroviral replication proceeds through obligate integration of the viral DNA into the host genome. To enter the nucleus, the viral DNA must be led through the nuclear pore complex (NPC). During HIV-1 cytoplasmic journey, the viral core acts like a shell to protect the viral genetic material from antiviral sensors and ensure an adequate environment for the reverse transcription. However, the relatively narrow size of the nuclear pore channel requires that the HIV-1 core reshapes into a structure that fits the pore. On the other hand, the organization of the viral CA proteins that remain associated to the pre-integration complex (PIC) during and after nuclear translocation, in particular, in human lymphocytes, the main target cells of HIV-1, is still enigmatic. In this study, we analysed the progressive organizational changes of viral CA proteins within the cytoplasm and the nucleus by immuno-gold labelling. Furthermore, we set up a novel technology, HIV-1 ANCHOR, which enables specific detection of the retrotranscribed DNA by fluorescence microscopy, thereby uncovering the architecture of the potential HIV-1 PIC. Thus, we revealed DNA- and CA-positive complexes by correlated light- and electron microscopy (CLEM). During and after nuclear translocation, HIV-1 appears as a complex of viral DNA decorated by multiple viral CA proteins remodelled in a pearl necklace shape. Thus, we observed how CA proteins reshape around the viral DNA to permit the entrance of the HIV-1 in the nucleus. This particular CA protein complex composed by the integrase and the retrotranscribed DNA leads HIV-1 genome inside the host nucleus to potentially replicate. Our findings contribute to the understanding of the early steps of HIV-1 infection and provide new insights into the organization of HIV-1 CA proteins during and after viral nuclear entry.

Assessing the impact of SARS-CoV-2 on organelle dynamics allows a better understanding of the mechanisms of viral replication. We combine label-free holo-tomographic microscopy (HTM) with Artificial Intelligence (AI) to visualize and quantify the subcellular changes triggered by SARS-CoV-2 infection. We study the dynamics of shape, position and dry mass of nucleoli, nuclei, lipid droplets (LD) and mitochondria within hundreds of single cells from early infection to syncytia formation and death. SARS-CoV-2 infection enlarges nucleoli, perturbs LD, changes mitochondrial shape and dry mass, and separates LD from mitochondria. We then used Bayesian statistics on organelle dry mass states to define organelle cross-regulation (OCR) networks and report modifications of OCR that are triggered by infection and syncytia formation. Our work highlights the subcellular remodeling induced by SARS-CoV-2 infection and provides a new AI-enhanced, label-free methodology to study in real-time the dynamics of cell populations and their content.