Abstract Breastfeeding profoundly shapes the infant gut microbiota, which is critical for early life immune development, and the gut microbiota can impact host physiology in various ways, such as through the production of metabolites. However, few breastmilk-dependent microbial metabolites mediating host–microbiota interactions are currently known. Here, we demonstrate that breastmilk-promoted Bifidobacterium species convert aromatic amino acids (tryptophan, phenylalanine and tyrosine) into their respective aromatic lactic acids (indolelactic acid, phenyllactic acid and 4-hydroxyphenyllactic acid) via a previously unrecognized aromatic lactate dehydrogenase (ALDH). The ability of Bifidobacterium species to convert aromatic amino acids to their lactic acid derivatives was confirmed using monocolonized mice. Longitudinal profiling of the faecal microbiota composition and metabolome of Danish infants ( n = 25), from birth until 6 months of age, showed that faecal concentrations of aromatic lactic acids are correlated positively with the abundance of human milk oligosaccharide-degrading Bifidobacterium species containing the ALDH, including Bifidobacterium longum , B. breve and B. bifidum . We further demonstrate that faecal concentrations of Bifidobacterium -derived indolelactic acid are associated with the capacity of these samples to activate in vitro the aryl hydrocarbon receptor (AhR), a receptor important for controlling intestinal homoeostasis and immune responses. Finally, we show that indolelactic acid modulates ex vivo immune responses of human CD4 + T cells and monocytes in a dose-dependent manner by acting as an agonist of both the AhR and hydroxycarboxylic acid receptor 3 (HCA 3 ). Our findings reveal that breastmilk-promoted Bifidobacterium species produce aromatic lactic acids in the gut of infants and suggest that these microbial metabolites may impact immune function in early life.

ABSTRACT Breastfeeding profoundly shapes the infant gut microbiota, which is critical for early life immune development. However, few breastmilk-dependent microbial metabolites mediating host-microbiota interactions are currently known. We here demonstrate that breastmilk-promoted Bifidobacterium species convert aromatic amino acids (tryptophan, phenylalanine and tyrosine) into their respective aromatic lactic acids (indolelactate, phenyllactate and 4-hydroxyphenyllactate) via a previously unrecognised aromatic lactate dehydrogenase. By longitudinal profiling of the gut microbiota composition and metabolome of stool samples of infants obtained from birth until 6 months of age, we show that stool concentrations of aromatic lactic acids are determined by the abundance of human milk oligosaccharide degrading Bifidobacterium species containing the aromatic lactate dehydrogenase. We demonstrate that stool concentrations of Bifidobacterium -derived indolelactate, the most abundant aromatic lactic acid in vivo , are associated with the capacity of infant stool samples to activate the aryl hydrocarbon receptor (AhR), a receptor important for controlling intestinal homeostasis and immune responses. Finally, we show that indolelactate modulates ex vivo immune responses of human CD4+ T-cells and monocytes in a dose-dependent manner by acting as an agonist of both, the AhR and hydroxycarboxylic acid receptor 3 (HCAR3). Our findings reveal that breastmilk-promoted Bifidobacterium produce aromatic lactic acids in the gut of infants and suggest that these microbial metabolites may impact immune function in early life.

Summary Intestinal fibroblasts (FB) play essential roles in intestinal homeostasis. Here we show that the small and large intestinal lamina propria (LP) contain similar FB subsets that locate in specific anatomical niches and express distinct arrays of epithelial support genes. However, there were tissue specific differences in the transcriptional profile of intestinal FB subsets in the two sites. All adult intestinal LP mesenchymal stromal cells (MSC), including FB, smooth muscle cells (SMC) and pericytes derive from Gli1 -expressing embryonic precursors which we identify as mesothelial cells. Trajectory analysis suggested that adult SMC and FB derive from distinct embryonic intermediates, and that adult FB subsets develop in a linear trajectory from CD81 + FB. Finally, we show that colonic subepithelial PDGFRα hi FB comprise several functionally and anatomically distinct populations that originate from an Fgfr2 -expressing FB intermediate. Collectively our results provide novel insights into MSC diversity, location, function and ontogeny, with implications for our understanding of intestinal development, homeostasis and disease.

Abstract Environmental and molecular cues early in life are often associated with the permanent shaping of our immune system during adulthood. Although increasing, our knowledge of the signaling pathways that operate in early life and their temporal mode of action is limited. Herein, we demonstrate that the cellular inhibitor of apoptosis proteins 1 and 2 (cIAP1/2), which are E3 ubiquitin ligases and master regulators of the nuclear factor-kappa B (NF-κB) pathway, function during late neonatal and prepubescent life to sustain interleukin(IL)-17-producing gamma delta T cells (γδT17) and group 3 innate lymphoid cells (ILC3). We show that cell-intrinsic deficiency in cIAP1/2 at 3-4 weeks of life leads to downregulation of the transcription factors cMAF and RORγt, and failure to enter cytokine-induced cell cycle. This is followed by progressive loss of γδT17 cells and ILC3 while mice are aging. Mice deficient in cIAP1/2 have severely reduced γδT17 cells and ILC3, present with suboptimal γδT17 responses in the skin, lack small intestinal isolated lymphoid follicles and cannot control intestinal bacterial infection. Mechanistically, these effects appear to be dependent on overt activation of the non-canonical NF-κB pathway. Our data identify the cIAP E3 ubiquitin ligases as critical early life molecular switches for establishing effective type-3 immunity during aging.

ABSTRACT Conventional dendritic cells (cDC) play key roles in immune induction, but what drives their heterogeneity and functional specialization is still ill-defined. Here we show that cDC-specific deletion of the transcriptional repressor Bcl6 in mice alters the phenotype and transcriptome of cDC1s and cDC2s, while their lineage identity is preserved. Bcl6-deficient cDC1s are diminished in the periphery but maintain their ability to cross-present antigen to CD8 + T cells, confirming general maintenance of this subset. Surprisingly, the absence of Bcl6 in cDCs causes a complete loss of Notch2-dependent cDC2s in the spleen and intestinal lamina propria. DC-targeted Bcl6-deficient mice induced fewer T follicular helper cells despite a profound impact on T follicular regulatory cells in response to immunization and mounted diminished Th17 immunity to Citrobacter rodentium in the colon. Our findings establish Bcl6 as an essential transcription factor for subsets of cDC and add to our understanding of the transcriptional landscape underlying cDC heterogeneity.