Cryoelectron tomography provides unprecedented insights into the macromolecular and supramolecular organization of cells in a close-to-living state. However because of the limited thickness range (< 0.5–1 μm) that is accessible with today’s intermediate voltage electron microscopes only small prokaryotic cells or peripheral regions of eukaryotic cells can be examined directly. Key to overcoming this limitation is the ability to prepare sufficiently thin samples. Cryosectioning can be used to prepare thin enough sections but suffers from severe artefacts, such as substantial compression. Here we describe a procedure, based upon focused ion beam (FIB) milling for the preparation of thin (200–500 nm) lamellae from vitrified cells grown on electron microscopy (EM) grids. The self-supporting lamellae are apparently free of distortions or other artefacts and open up large windows into the cell’s interior allowing tomographic studies to be performed on any chosen part of the cell. We illustrate the quality of sample preservation with a structure of the nuclear pore complex obtained from a single tomogram.

Expression of many disease-related aggregation-prone proteins results in cytotoxicity and the formation of large intracellular inclusion bodies. To gain insight into the role of inclusions in pathology and the in situ structure of protein aggregates inside cells, we employ advanced cryo-electron tomography methods to analyze the structure of inclusions formed by polyglutamine (polyQ)-expanded huntingtin exon 1 within their intact cellular context. In primary mouse neurons and immortalized human cells, polyQ inclusions consist of amyloid-like fibrils that interact with cellular endomembranes, particularly of the endoplasmic reticulum (ER). Interactions with these fibrils lead to membrane deformation, the local impairment of ER organization, and profound alterations in ER membrane dynamics at the inclusion periphery. These results suggest that aberrant interactions between fibrils and endomembranes contribute to the deleterious cellular effects of protein aggregation.Video AbstracteyJraWQiOiI4ZjUxYWNhY2IzYjhiNjNlNzFlYmIzYWFmYTU5NmZmYyIsImFsZyI6IlJTMjU2In0.eyJzdWIiOiIwMGI2MWRiYzI4YTliNDYyMjFjNDc1NzI2ZjM2ZmM5ZiIsImtpZCI6IjhmNTFhY2FjYjNiOGI2M2U3MWViYjNhYWZhNTk2ZmZjIiwiZXhwIjoxNjc3OTgyMDQ2fQ.dgs6juv913laiHfYq4fN6pvVkm06hrHRpHIxnObe-ez3bypnGWYBjHP53KgwjxteURg1qbSbwN5131PlkDh2gV0RbXUCrtH-jEnSRTuytW7rXZGWfGOmZv5hg6L2Yt6BLCHMk9x2gv16z4mZ6xNUYjC0pX1H9Ksr_LNLuzh6xHumOxJbEbnZHeUYvXqL7zYixAsmhtzet6-lC6FY0NmP40uPA9Gw75hS3RDPz2Ymn_qI4J4TZQP-qZB36Wq1E076C9mFYubt34hgVRDVQaWmSr2x1AVIXATwgF90tshtEN8A-JMluZmbCBNb-AOLRYHoPEMpL19-i03YvCuJs_4T_w(mp4, (36.73 MB) Download video

Vesicular nucleo-cytoplasmic transport is becoming recognized as a general cellular mechanism for translocation of large cargoes across the nuclear envelope. Cargo is recruited, enveloped at the inner nuclear membrane (INM), and delivered by membrane fusion at the outer nuclear membrane. To understand the structural underpinning for this trafficking, we investigated nuclear egress of progeny herpesvirus capsids where capsid envelopment is mediated by two viral proteins, forming the nuclear egress complex (NEC). Using a multi-modal imaging approach, we visualized the NEC in situ forming coated vesicles of defined size. Cellular electron cryo-tomography revealed a protein layer showing two distinct hexagonal lattices at its membrane-proximal and membrane-distant faces, respectively. NEC coat architecture was determined by combining this information with integrative modeling using small-angle X-ray scattering data. The molecular arrangement of the NEC establishes the basic mechanism for budding and scission of tailored vesicles at the INM.

Cryo-focused ion beam (cryo-FIB) milling allows thinning vitrified cells for high resolution imaging by cryo-electron tomography (cryo-ET). However, it remains challenging to apply this workflow to voluminous biological specimens such as tissues or particularly large mammalian cells, which usually require high-pressure freezing for vitrification. Here we show that adult mouse cardiomyocytes and dissected Drosophila tissues can be directly vitrified by plunge freezing upon a short incubation in 10% glycerol. This expedites subsequent cryo-FIB/ET, enabling systematic analyses of the molecular architecture of complex native specimens. Our data provides unanticipated insights into the molecular architecture of samples hitherto unexplored by cryo-ET.

Summary Aggregation of proteins containing expanded polyglutamine (polyQ) repeats is the cytopathologic hallmark of a group of dominantly inherited neurodegenerative diseases, including Huntington’s disease (HD). Huntingtin (Htt), the disease protein of HD, forms amyloid-like fibrils by liquid-to-solid phase transition. Macroautophagy has been proposed to clear polyQ aggregates, but the efficiency of aggrephagy is limited. Here, we used cryo-electron tomography to visualize the interactions of autophagosomes with polyQ aggregates in cultured cells in situ . We found that an amorphous aggregate phase exists next to the radially organized polyQ fibrils. Autophagosomes preferentially engulfed this amorphous material, mediated by interactions between the autophagy receptor p62/SQSTM1 and the non-fibrillar aggregate surface. In contrast, amyloid fibrils excluded p62 and evaded clearance, resulting in trapping of autophagic structures. These results suggest that the limited efficiency of autophagy in clearing polyQ aggregates is due to the inability of autophagosomes to interact productively with the non-deformable, fibrillar disease aggregates.

Summary α-Synuclein (α-Syn) aggregation is a hallmark of devastating neurodegenerative disorders including Parkinson’s disease (PD) and multiple systems atrophy (MSA) 1,2 . α-Syn aggregates spread throughout the brain during disease progression 2 , suggesting mechanisms of intercellular seeding. Formation of α-Syn amyloid fibrils is observed in vitro 3,4 and fibrillar α-Syn has been purified from patient brains 5,6 , but recent reports questioned whether disease-relevant α-Syn aggregates are fibrillar in structure 7-9 . Here we use cryo-electron tomography (cryo-ET) to image neuronal Lewy body-like α-Syn inclusions in situ at molecular resolution. We show that the inclusions consist of α-Syn fibrils crisscrossing a variety of cellular organelles such as the endoplasmic reticulum (ER), mitochondria and autophagic structures, without interacting with membranes directly. Neuronal inclusions seeded by recombinant or MSA patient-derived α-Syn aggregates have overall similar architecture, although MSA-seeded fibrils show higher structural flexibility. Using gold-labeled seeds we find that aggregate nucleation is predominantly mediated by α-Syn oligomers, with fibrils growing unidirectionally from the seed. Our results conclusively demonstrate that neuronal α-Syn inclusions contain α-Syn fibrils intermixed with cellular membranes, and illuminate the mechanism of aggregate nucleation.