Genome Editing Clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR) function as part of an adaptive immune system in a range of prokaryotes: Invading phage and plasmid DNA is targeted for cleavage by complementary CRISPR RNAs (crRNAs) bound to a CRISPR-associated endonuclease (see the Perspective by van der Oost ). Cong et al. (p. 819 , published online 3 January) and Mali et al. (p. 823 , published online 3 January) adapted this defense system to function as a genome editing tool in eukaryotic cells.

The RNA-guided endonuclease Cas9 has emerged as a versatile genome-editing platform. However, the size of the commonly used Cas9 from Streptococcus pyogenes (SpCas9) limits its utility for basic research and therapeutic applications that use the highly versatile adeno-associated virus (AAV) delivery vehicle. Here, we characterize six smaller Cas9 orthologues and show that Cas9 from Staphylococcus aureus (SaCas9) can edit the genome with efficiencies similar to those of SpCas9, while being more than 1 kilobase shorter. We packaged SaCas9 and its single guide RNA expression cassette into a single AAV vector and targeted the cholesterol regulatory gene Pcsk9 in the mouse liver. Within one week of injection, we observed >40% gene modification, accompanied by significant reductions in serum Pcsk9 and total cholesterol levels. We further assess the genome-wide targeting specificity of SaCas9 and SpCas9 using BLESS, and demonstrate that SaCas9-mediated in vivo genome editing has the potential to be efficient and specific. The physical size of the commonly used Cas9 from Streptococcus pyogenes poses challenges for CRISPR-Cas genome editing systems that use the adeno-associated virus as a delivery vehicle; here, smaller Cas9 orthologues are characterized, and Cas9 from Staphylococcus aureus allowed targeting of the cholesterol regulatory gene Pcsk9 in the mouse liver. The RNA-guided endonuclease CRISPR-Cas9 is being widely adopted as the genome-editing tool of choice. However, the physical size of the commonly used Cas9 from Streptococcus pyogenes (SpCas9) poses problems for applications that use the adeno-associated virus (AAV) as a delivery vehicle. Feng Zhang and colleagues now characterize six smaller Cas9 orthologues. Focusing on Cas9 from Staphylococcus aureus, they packaged it and its single guide RNA expression cassette into a single AAV vector and targeted the cholesterol regulatory gene Pcsk9 in the mouse liver. Greater than 40% gene modification was observed within a week of injection, accompanied by significant reductions in serum Pcsk9 and total cholesterol levels.

Mammalian DNA methylation is a critical epigenetic mechanism orchestrating gene expression networks in many biological processes. However, investigation of the functions of specific methylation events remains challenging. Here, we demonstrate that fusion of Tet1 or Dnmt3a with a catalytically inactive Cas9 (dCas9) enables targeted DNA methylation editing. Targeting of the dCas9-Tet1 or -Dnmt3a fusion protein to methylated or unmethylated promoter sequences caused activation or silencing, respectively, of an endogenous reporter. Targeted demethylation of the BDNF promoter IV or the MyoD distal enhancer by dCas9-Tet1 induced BDNF expression in post-mitotic neurons or activated MyoD facilitating reprogramming of fibroblasts into myoblasts, respectively. Targeted de novo methylation of a CTCF loop anchor site by dCas9-Dnmt3a blocked CTCF binding and interfered with DNA looping, causing altered gene expression in the neighboring loop. Finally, we show that these tools can edit DNA methylation in mice, demonstrating their wide utility for functional studies of epigenetic regulation.

Genome-wide analysis of Cas9-DNA interactions in mammalian cells shows widespread binding but low levels of cleavage. Bacterial type II CRISPR-Cas9 systems have been widely adapted for RNA-guided genome editing and transcription regulation in eukaryotic cells, yet their in vivo target specificity is poorly understood. Here we mapped genome-wide binding sites of a catalytically inactive Cas9 (dCas9) from Streptococcus pyogenes loaded with single guide RNAs (sgRNAs) in mouse embryonic stem cells (mESCs). Each of the four sgRNAs we tested targets dCas9 to between tens and thousands of genomic sites, frequently characterized by a 5-nucleotide seed region in the sgRNA and an NGG protospacer adjacent motif (PAM). Chromatin inaccessibility decreases dCas9 binding to other sites with matching seed sequences; thus 70% of off-target sites are associated with genes. Targeted sequencing of 295 dCas9 binding sites in mESCs transfected with catalytically active Cas9 identified only one site mutated above background levels. We propose a two-state model for Cas9 binding and cleavage, in which a seed match triggers binding but extensive pairing with target DNA is required for cleavage.

Deciphering the genetic basis of human diseases is an important goal of biomedical research. On the basis of the assumption that phenotypically similar diseases are caused by functionally related genes, we propose a computational framework that integrates human protein-protein interactions, disease phenotype similarities, and known gene-phenotype associations to capture the complex relationships between phenotypes and genotypes. We develop a tool named CIPHER to predict and prioritize disease genes, and we show that the global concordance between the human protein network and the phenotype network reliably predicts disease genes. Our method is applicable to genetically uncharacterized phenotypes, effective in the genome-wide scan of disease genes, and also extendable to explore gene cooperativity in complex diseases. The predicted genetic landscape of over 1000 human phenotypes, which reveals the global modular organization of phenotype-genotype relationships. The genome-wide prioritization of candidate genes for over 5000 human phenotypes, including those with under-characterized disease loci or even those lacking known association, is publicly released to facilitate future discovery of disease genes.

Asymmetric sequence determinants flanking gene transcription start sites are shown to control directionality of transcription elongation in mammalian cells by regulating promoter-proximal cleavage and polyadenylation. RNA polymerase II (RNAPII) initiates transcription divergently from most active gene promoters, but an unknown mechanism limits productive elongation to the sense, coding direction. Here, Albert Almada et al. show that asymmetric sequence determinants flanking gene transcription start sites control promoter directionality in mammalian cells. Upstream antisense RNAs are cleaved and polyadenylated at poly(A) sites (PAS) shortly after their initiation, whereas PAS signals are depleted in the sense direction. Coding genes are enriched in U1 snRNP splice sites that protect against premature cleavage. U1 and PAS sequences therefore define the directionality of transcription elongation and limit pervasive transcription. Transcription of the mammalian genome is pervasive, but productive transcription outside of protein-coding genes is limited by unknown mechanisms1. In particular, although RNA polymerase II (RNAPII) initiates divergently from most active gene promoters, productive elongation occurs primarily in the sense-coding direction2,3,4. Here we show in mouse embryonic stem cells that asymmetric sequence determinants flanking gene transcription start sites control promoter directionality by regulating promoter-proximal cleavage and polyadenylation. We find that upstream antisense RNAs are cleaved and polyadenylated at poly(A) sites (PASs) shortly after initiation. De novo motif analysis shows PAS signals and U1 small nuclear ribonucleoprotein (snRNP) recognition sites to be the most depleted and enriched sequences, respectively, in the sense direction relative to the upstream antisense direction. These U1 snRNP sites and PAS sites are progressively gained and lost, respectively, at the 5′ end of coding genes during vertebrate evolution. Functional disruption of U1 snRNP activity results in a dramatic increase in promoter-proximal cleavage events in the sense direction with slight increases in the antisense direction. These data suggest that a U1–PAS axis characterized by low U1 snRNP recognition and a high density of PASs in the upstream antisense region reinforces promoter directionality by promoting early termination in upstream antisense regions, whereas proximal sense PAS signals are suppressed by U1 snRNP. We propose that the U1–PAS axis limits pervasive transcription throughout the genome.

Fragile X syndrome (FXS), the most common genetic form of intellectual disability in males, is caused by silencing of the FMR1 gene associated with hypermethylation of the CGG expansion mutation in the 5′ UTR of FMR1 in FXS patients. Here, we applied recently developed DNA methylation editing tools to reverse this hypermethylation event. Targeted demethylation of the CGG expansion by dCas9-Tet1/single guide RNA (sgRNA) switched the heterochromatin status of the upstream FMR1 promoter to an active chromatin state, restoring a persistent expression of FMR1 in FXS iPSCs. Neurons derived from methylation-edited FXS iPSCs rescued the electrophysiological abnormalities and restored a wild-type phenotype upon the mutant neurons. FMR1 expression in edited neurons was maintained in vivo after engrafting into the mouse brain. Finally, demethylation of the CGG repeats in post-mitotic FXS neurons also reactivated FMR1. Our data establish that demethylation of the CGG expansion is sufficient for FMR1 reactivation, suggesting potential therapeutic strategies for FXS.

ABSTRACT While single-cell sequencing has allowed rapid identification of novel cell types or states and associated RNA markers, functional studies remain challenging due to the lack of tools that are able to target specific cells based on these markers. Here we show that targeting a single marker RNA with CRISPR/RfxCas13d led to collateral transcriptome destruction in human cells, which can be harnessed to inhibit cell proliferation or to suppress cell state transition.

ABSTRACT Translation is pervasive outside of canonical coding regions, occurring in lncRNAs, UTRs, and introns. While the resulting polypeptides are often non-functional, translation in noncoding regions is nonetheless necessary for the birth of new coding regions. The mechanisms underlying the surveillance of translation in diverse noncoding regions and how escaped polypeptides evolve new functions remain unclear. Intriguingly, noncoding sequence-derived functional peptides often localize to membranes. Here, we show that the intrinsic nucleotide bias in the noncoding genome and in the genetic code frequently results in polypeptides with a hydrophobic C-terminal tail, which is captured by the ribosome-associated BAG6 membrane protein triage complex for either proteasomal degradation or membrane targeting. In contrast, canonical proteins have evolved to deplete C-terminal hydrophobic residues. Our results uncovered a fail-safe mechanism for the surveillance of unwanted translation from diverse noncoding regions and suggest a possible biochemical route for the preferential membrane localization of newly evolved proteins. Highlights Translation in diverse noncoding regions is mitigated by proteasomal degradation C-terminal hydrophobicity is a hallmark of noncoding sequence derived polypeptides A genome-wide CRISPR screen identified the BAG6 membrane protein triage pathway Ribosome-associated BAG6 complex targets C-terminal hydrophobicity for degradation

We report a high-throughput screening approach to measure Staphylococcus aureus Cas9 (SaCas9) genome editing variation in human cells across a large repertoire of 88,692 single guide RNAs (sgRNAs) paired with matched or mismatched target sites in a synthetic cassette. We incorporated randomized barcodes that enable whitelisting of correctly synthesized molecules for further downstream analysis, in order to circumvent the limitation of oligonucleotide synthesis errors. We find SaCas9 sgRNAs with a 21-nucleotide spacer are most active against off-targets with single and double mismatches, compared to shorter or longer sgRNAs. Using this dataset, we developed an SaCas9 specificity model that performs well in ranking off-target sites. The barcoded pairwise library screen enabled high-fidelity recovery of guide-target relationships, providing a scalable framework for the investigation of CRISPR enzyme properties and general nucleic acid interactions.