Vaccine development against the SARS-CoV-2 virus focuses on the principal target of the neutralizing immune response, the spike (S) glycoprotein. Adenovirus-vectored vaccines offer an effective platform for the delivery of viral antigen, but it is important for the generation of neutralizing antibodies that they produce appropriately processed and assembled viral antigen that mimics that observed on the SARS-CoV-2 virus. Here, we describe the structure, conformation and glycosylation of the S protein derived from the adenovirus-vectored ChAdOx1 nCoV-19/AZD1222 vaccine. We demonstrate native-like post-translational processing and assembly, and reveal the expression of S proteins on the surface of cells adopting the trimeric prefusion conformation. The data presented here confirms the use of ChAdOx1 adenovirus vectors as a leading platform technology for SARS-CoV-2 vaccines.

Summary Since the outbreak of the SARS-CoV-2 pandemic, there have been intense structural studies on purified recombinant viral components and inactivated viruses. However, investigation of the SARS-CoV-2 infection in the native cellular context is scarce, and there is a lack of comprehensive knowledge on SARS-CoV-2 replicative cycle. Understanding the genome replication, assembly and egress of SARS-CoV-2, a multistage process that involves different cellular compartments and the activity of many viral and cellular proteins, is critically important as it bears the means of medical intervention to stop infection. Here, we investigated SARS-CoV-2 replication in Vero cells under the near-native frozen-hydrated condition using a unique correlative multi-modal, multi-scale cryo-imaging approach combining soft X-ray cryo-tomography and serial cryoFIB/SEM volume imaging of the entire SARS-CoV-2 infected cell with cryo-electron tomography (cryoET) of cellular lamellae and cell periphery, as well as structure determination of viral components by subtomogram averaging. Our results reveal at the whole cell level profound cytopathic effects of SARS-CoV-2 infection, exemplified by a large amount of heterogeneous vesicles in the cytoplasm for RNA synthesis and virus assembly, formation of membrane tunnels through which viruses exit, and drastic cytoplasm invasion into nucleus. Furthermore, cryoET of cell lamellae reveals how viral RNAs are transported from double-membrane vesicles where they are synthesized to viral assembly sites; how viral spikes and RNPs assist in virus assembly and budding; and how fully assembled virus particles exit the cell, thus stablishing a model of SARS-CoV-2 genome replication, virus assembly and egress pathways.

Abstract Retrovirus immature particle morphology consists of a membrane enclosed, pleomorphic, spherical and incomplete lattice of Gag hexamers. Previously, we demonstrated that human immunodeficiency virus type 2 (HIV-2) immature particles possess a distinct and extensive Gag lattice morphology. To better understand the nature of the continuously curved hexagonal Gag lattice, we have used single particle cryo-electron microscopy with a retrovirus to determine the HIV-2 Gag lattice structure for immature virions. The reconstruction map at 5.5 Å resolution revealed a stable, wineglass-shaped Gag hexamer structure with structural features consistent with other lentiviral immature Gag structures. Cryo-electron tomography provided evidence for nearly complete ordered Gag lattice structures in HIV-2 immature particles. We also solved a 1.98 Å resolution crystal structure of the carboxyl-terminal domain (CTD) of the HIV-2 capsid (CA) protein that identified a structured helix 12 supported via an interaction of helix 10 in the absence of the SP1 region of Gag. Residues at the helix 10-12 interface proved critical in maintaining HIV-2 particle release and infectivity. Taken together, our findings provide the first 3D organization of HIV-2 immature Gag lattice and important insights into both HIV Gag lattice stabilization and virus maturation.

Abstract Gag is the major HIV-1 structural polyprotein precursor. The Gag SP1 domain with the last residues of CA have been hypothesized to form a six-helix bundle necessary for particle assembly, but this bundle has not been fully resolved. Here, we determined the structures of complete CA-SP1 six-helix bundle connecting to the NC domain, from both in vitro Gag assemblies and viral-like particles (VLPs) carrying a T8I mutation in SP1, to near-atomic resolutions using cryoET and subtomogram averaging. The structures revealed novel densities, however distinct from IP6, inside the six-helix bundle of Gag assemblies, stabilizing the immature lattice. Interestingly, the T8I mutation impaired proteolytic cleavage of Gag at both SP1 boundaries. Our findings signify the involvement of small molecules in immature Gag assembly and provide the structural basis for development of small molecule inhibitors that stabilize SP1 helix, thus interfere with PR-mediated virus maturation.

Abstract Vaccines against SARS-CoV-2 have been proven to be an effective means of decreasing COVID-19 mortality, hospitalization rates, and transmission. One of the vaccines deployed worldwide is ChAdOx1 nCoV-19, which uses an adenovirus vector to drive the expression of the original SARS-CoV-2 spike on the surface of transduced cells. Using cryo-electron tomography and subtomogram averaging, we determined the native structures of the vaccine product expressed on cell surfaces in situ . We show that ChAdOx1-vectored vaccines expressing the Beta SARS-CoV-2 variant produce abundant native prefusion spikes predominantly in one-RBD-up conformation. Furthermore, the ChAdOx1 vectored HexaPro stabilized spike yields higher cell surface expression, enhanced RBD exposure, and reduced shedding of S1 compared to the wild-type. We demonstrate in situ structure determination as a powerful means for studying antigen design options in future vaccine development against emerging novel SARS-CoV-2 variants and broadly against other infectious viruses.

Abstract Cryo-electron microscopy has become an essential tool to understand structure and function of biological samples, from individual proteins to whole cells. Especially for pathogens, such as disease-causing bacteria and viruses, insights gained by cryo-EM can aid in developing cures. However, due to the biosafety restrictions of human pathogens, samples are often treated by chemical fixation to render the pathogen inert, affecting the delicate ultrastructure of the sample. Alternatively, researchers use in vitro or ex vivo models, which are non-pathogenic but lack the complexity of the pathogen of interest. Here we show that ultraviolet-C (UVC) radiation at cryogenic temperatures can be used to eliminate or dramatically reduce the infectivity of two model organisms, a pathogenic bacterium ( Vibrio cholerae ) and a virus-like particle (the ICP1 bacteriophage). We show no discernable structural impact of this treatment of either sample using two cryo-EM methods: cryo-electron tomography (cryo-ET) followed by sub-tomogram averaging (STA), and single particle analysis (SPA). Additionally, we applied the UVC irradiation to the protein apoferritin (ApoF), which is a widely used test sample for high resolution SPA studies. The UVC-treated ApoF sample resulted in a 2.1 Å structure that did not reveal any discernable structural damage. Together, these results show that the UVC irradiation dose that effectively inactivates cryo-EM samples does not negatively impact their structure. This research demonstrates that UVC treatment is an effective and inexpensive addition to the cryo-EM sample preparation toolbox.