This paper proposes a multi-agent approach to power system restoration. The proposed system consists of a number of bus agents (BAGS) and a single facilitator agent (FAG). BAG is developed to decide a suboptimal target configuration after a fault occurrence by interacting with other BAGS based on only locally available information, while FAG is to act as a manager in the decision process. The interaction of several simple agents leads to a dynamic system, allowing efficient approximation of a solution. Simulation results have demonstrated that this method is able to reach suboptimal target configurations, which are favorably compared with those obtained by a mathematical programming approach.

Fluorescence in situ hybridization (FISH) reveals the abundance and positioning of nucleic acid sequences in fixed samples. Despite recent advances in multiplexed amplification of FISH signals, it remains challenging to achieve high levels of simultaneous amplification and sequential detection with high sampling efficiency and simple workflows. Here we introduce signal amplification by exchange reaction (SABER), which endows oligonucleotide-based FISH probes with long, single-stranded DNA concatemers that aggregate a multitude of short complementary fluorescent imager strands. We show that SABER amplified RNA and DNA FISH signals (5- to 450-fold) in fixed cells and tissues. We also applied 17 orthogonal amplifiers against chromosomal targets simultaneously and detected mRNAs with high efficiency. We then used 10-plex SABER-FISH to identify in vivo introduced enhancers with cell-type-specific activity in the mouse retina. SABER represents a simple and versatile molecular toolkit for rapid and cost-effective multiplexed imaging of nucleic acid targets. Using primer-exchange reactions, SABER extends FISH probes with repetitive sequences that can accommodate multiple fluorescent imager strands, resulting in up to 450-fold signal amplification. SABER is showcased in DNA and RNA FISH experiments across a range of complex biological samples.

Abstract Living systems achieve robust self-assembly across length scales. Meanwhile, nanofabrication strategies such as DNA origami have enabled robust self-assembly of submicron-scale shapes.However, erroneous and missing linkages restrict the number of unique origami that can be practically combined into a single supershape. We introduce crisscross polymerization of DNA-origami slats for strictly seed-dependent growth of custom multi-micron shapes with user-defined nanoscale surface patterning. Using a library of ~2000 strands that can be combinatorially assembled to yield any of ~1e48 distinct DNA origami slats, we realize five-gigadalton structures composed of >1000 uniquely addressable slats, and periodic structures incorporating >10,000 slats. Thus crisscross growth provides a generalizable route for prototyping and scalable production of devices integrating thousands of unique components that each are sophisticated and molecularly precise. One-sentence summary Crisscross polymerization of DNA-origami slats can yield micron-scale structures with uniquely addressable nanoscale features.

Abstract Super-resolution chromatin imaging techniques are emerging as powerful tools for spatial genomics. However, it remains challenging to visualize the genome on the order of tens of nanometers, a scale that can reveal rich structural detail about the nuclear organization. Here we introduce Decode-PAINT, a multiplexed in situ method, which leverages rapid diffraction-limited pre-decoding and DNA-PAINT (DNA points accumulation for imaging nanoscale topography). Decode-PAINT visualizes multiple discrete genomic regions at a resolution close to the nucleosome scale with a simple and easy-to-implement optical setup, reduces total imaging time by omitting multiple rounds of single-molecule recording, and enables the interrogation of the ultrastructure of the targets with <12 nm lateral and <20 nm axial resolution. We showcase the ability of our approach to perform multiplexed, high-resolution profiling of chromatin structure by performing targeted imaging of nine regions of active and inactive X chromosomes in individual cells. In short, Decode-PAINT accelerates in situ structural genomics.

Fluorescent in situ hybridization (FISH) reveals the abundance and positioning of nucleic acid sequences in fixed samples and can be combined with cell segmentation to produce a powerful single cell gene expression assay. However, it remains difficult to label more than a few targets and to visualize nucleic acids in environments such as thick tissue samples using conventional FISH technologies. Recently, methods have been developed for multiplexed amplification of FISH signals, yet it remains challenging to achieve high levels of simultaneous multiplexing combined with high sampling efficiency and simple workflows. Here, we introduce signal amplification by exchange reaction (SABER), which endows oligo-based FISH probes with long, single-stranded DNA concatemers that serve as targets for sensitive fluorescent detection. We establish that SABER effectively amplifies the signal of probes targeting nucleic acids in fixed cells and tissues, can be deployed against at least 17 targets simultaneously, and detects mRNAs with high efficiency. As a demonstration of the utility of SABER in assays involving genetic manipulations, we apply multiplexed FISH of reporters and cell type markers to the identification of enhancers with cell type-specific activity in the mouse retina. SABER represents a simple and versatile molecular toolkit to allow rapid and cost effective multiplexed imaging.

Chromosome structure is thought to be crucial for proper functioning of the nucleus. Here, we present a method for visualizing chromosomal DNA at super-resolution and then integrating Hi-C data to produce three-dimensional models of chromosome organization. We begin by applying Oligopaint probes and the single-molecule localization microscopy methods of OligoSTORM and OligoDNA-PAINT to image 8 megabases of human chromosome 19, discovering that chromosomal regions contributing to compartments can form distinct structures. Intriguingly, our data also suggest that homologous maternal and paternal regions may be differentially organized. Finally, we integrate imaging data with Hi-C and restraint-based modeling using a method called integrative modeling of genomic regions (IMGR) to increase the genomic resolution of our traces to 10 kb.

We present a rapid, scalable, user-friendly method for in vitro production of high-purity single-stranded DNA (ssDNA) ranging from 89 to 3315 nucleotides in length. PCR with a forward primer bearing a methanol-responsive polymer generates a tagged amplicon that enables selective precipitation of the modified strand under denaturing conditions. We demonstrate that the recovered ssDNA can be used for CRISPR/Cas9 homology-directed repair in human cells, DNA-origami folding, and fluorescent in situ hybridization.

Oligonucleotide (oligo)-based fluorescence in situ hybridization (FISH) has emerged as an important tool for the study of chromosome organization and gene expression and has been empowered by the commercial availability of highly complex pools of oligos. However, a dedicated bioinformatic design utility has yet to be created specifically for the purpose of identifying optimal oligo FISH probe sequences on the genome-wide scale. Here, we introduce OligoMiner, a rapid and robust computational pipeline for the genome-scale design of oligo FISH probes that affords the scientist exact control over the parameters of each probe. Our streamlined method uses standard bioinformatic file formats, allowing users to seamlessly integrate existing and new utilities into the pipeline as desired, and introduces a novel method for evaluating the specificity of each probe molecule that connects simulated hybridization energetics to rapidly generated sequence alignments using supervised learning. We demonstrate the scalability of our approach by performing genome-scale probe discovery in numerous model organism genomes and showcase the performance of the resulting probes with both diffraction-limited and single-molecule super-resolution imaging of chromosomal and RNA targets. We anticipate this pipeline will make the FISH probe design process much more accessible and will more broadly facilitate the design of pools of hybridization probes for a variety of applications.