Precisely measuring the location and frequency of DNA double-strand breaks (DSBs) along the genome is instrumental to understanding genomic fragility, but current methods are limited in versatility, sensitivity or practicality. Here we present Breaks Labeling In Situ and Sequencing (BLISS), featuring the following: (1) direct labelling of DSBs in fixed cells or tissue sections on a solid surface; (2) low-input requirement by linear amplification of tagged DSBs by in vitro transcription; (3) quantification of DSBs through unique molecular identifiers; and (4) easy scalability and multiplexing. We apply BLISS to profile endogenous and exogenous DSBs in low-input samples of cancer cells, embryonic stem cells and liver tissue. We demonstrate the sensitivity of BLISS by assessing the genome-wide off-target activity of two CRISPR-associated RNA-guided endonucleases, Cas9 and Cpf1, observing that Cpf1 has higher specificity than Cas9. Our results establish BLISS as a versatile, sensitive and efficient method for genome-wide DSB mapping in many applications.

Abstract We present a spatial omics approach that merges and expands the capabilities of independently performed in situ assays on a single tissue section. Our spatial multimodal analysis combines histology, mass spectrometry imaging, and spatial transcriptomics to facilitate precise measurements of mRNA transcripts and low-molecular weight metabolites across tissue regions. We demonstrate the potential of our method using murine and human brain samples in the context of dopamine and Parkinson’s disease.

SUMMARY Oncogene-induced senescence (OIS) is an inherent and important tumor suppressor mechanism. However, if not timely removed via immune surveillance, senescent cells will also present a detrimental side. Although this has mostly been attributed to the senescence-associated-secretory-phenotype (SASP) of these cells, we recently proposed that “escape” from the senescent state represents another unfavorable outcome. Here, we exploit genomic and functional data from a prototypical human epithelial cell model carrying an inducible CDC6 oncogene to identify an early-acquired recurrent chromosomal inversion, which harbors a locus encoding the circadian transcription factor BHLHE40. This inversion alone suffices for BHLHE40 activation upon CDC6 induction and for driving cell cycle re-entry and malignant transformation. In summary, we now provide strong evidence in support of genomic instability underlying “escape” from oncogene-induced senescence. HIGHLIGHTS Oncogene driven error-prone repair produces early genetic lesions allowing escape from senescence Cells escaping oncogene-induced senescence display mutational signatures observed in cancer patients A single recurrent inversion harboring a circadian TF gene suffices for bypassing oncogene-induced senescence Chromatin loop and compartment remodeling support the “escape” transcriptional program

Abstract Spatially resolved transcriptomics (SRT) has enabled precise genome-wide mRNA expression profiling within tissue sections. The performance of unbiased SRT methods targeting the polyA tail of mRNA, relies on the availability of specimens with high RNA quality. Moreover, the high cost of currently available SRT assays requires a careful sample screening process to increase the chance of obtaining high-quality data. Indeed, the upfront analysis of RNA quality can show considerable variability due to sample handling, storage, and/or intrinsic factors. We present RNA-Rescue Spatial Transcriptomics (RRST), an SRT workflow designed to improve mRNA recovery from fresh frozen (FF) specimens with moderate to low RNA quality. First, we provide a benchmark of RRST against the standard Visium spatial gene expression protocol on high RNA quality samples represented by mouse brain and prostate cancer samples. Then, we demonstrate the RRST protocol on tissue sections collected from 5 challenging tissue types, including: human lung, colon, small intestine, pediatric brain tumor, and mouse bone/cartilage. In total, we analyzed 52 tissue sections and our results demonstrate that RRST is a versatile, powerful, and reproducible protocol for FF specimens of different qualities and origins.

We present a method for genome-wide DNA double-strand Breaks (DSBs) Labeling In Situ and Sequencing (BLISS) which, compared to existing methods, introduces several key features: 1) high efficiency and low input requirement by in situ DSB labeling in cells or tissue sections directly on a solid surface; 2) easy scalability by performing in situ reactions in multi-well plates; 3) high sensitivity by linearly amplifying tagged DSBs using in vitro transcription; and 4) accurate DSB quantification and control of PCR biases by using unique molecular identifiers. We demonstrate the ability to use BLISS to quantify natural and drug-induced DSBs in low-input samples of cancer cells, primary mouse embryonic stem cells, and mouse liver tissue sections. Finally, we applied BLISS to compare the specificity of CRISPR-associated RNA-guided endonucleases Cas9 and Cpf1, and found that Cpf1 has higher specificity than Cas9. These results establish BLISS as a versatile, sensitive, and efficient method for genome- wide DSB mapping in many applications.

Structural variants (SVs) are known to play important roles in a variety of cancers, but their origins and functional consequences are still poorly understood. Many SVs are thought to emerge via errors in the repair processes following DNA double strand breaks (DSBs) and previous studies have experimentally measured DSB frequencies across the genome in cell lines. Using these data we derive the first quantitative genome-wide models of DSB susceptibility, based upon underlying chromatin and sequence features. These models are accurate and provide novel insights into the mutational mechanisms generating DSBs. Models trained in one cell type can be successfully applied to others, but a substantial proportion of DSBs appear to reflect cell type specific processes. Using model predictions as a proxy for susceptibility to DSBs in tumours, many SV enriched regions appear to be poorly explained by selectively neutral mutational bias alone. A substantial number of these regions show unexpectedly high SV breakpoint frequencies given their predicted susceptibility to mutation, and are therefore credible targets of positive selection in tumours. These putatively positively selected SV hotspots are enriched for genes previously shown to be oncogenic. In contrast, several hundred regions across the genome show unexpectedly low levels of SVs, given their relatively high susceptibility to mutation. These novel "coldspot" regions appear to be subject to purifying selection in tumours and are enriched for active promoters and enhancers. We conclude that models of DSB susceptibility offer a rigorous approach to the inference of SVs putatively subject to selection in tumours.

Abstract Defining the transition from benign to malignant tissue is fundamental to improve early diagnosis of cancer. Here, we provide an unsupervised approach to study spatial genome integrity in situ to gain molecular insight into clonal relationships. We employed spatially resolved transcriptomics to infer spatial copy number variations in >120 000 regions across multiple organs, in benign and malignant tissues. We demonstrate that genome-wide copy number variation reveals distinct clonal patterns within tumours and in nearby benign tissue. Our results suggest a model for how genomic instability arises in histologically benign tissue that may represent early events in cancer evolution. We highlight the power of an unsupervised approach to capture the molecular and spatial continuums in a tissue context and challenge the rationale for treatment paradigms, including focal therapy.

Functional validation of candidate genes for adaptation and speciation remains challenging. We here exemplify the utility of a method quantifying individual mRNA transcripts in revealing the molecular basis of divergence in feather pigment synthesis during early-stage speciation in crows. Using a padlock probe assay combined with rolling circle amplification we quantified cell-type specific gene expression in the native, histological context of growing feather follicles. Expression of Tyrosinase related protein 1 (TYRP1), Solute carrier family 45 member 2 (SLC45A2) and Hematopoietic prostaglandin D synthase (HPGDS) was melanocyte-limited and significantly reduced in follicles from hooded crow explaining the substantially lower melanin content in grey vs. black feathers. The central upstream transcription factor Microphthalmia-associated transcription factor (MITF) only showed differential expression specific to melanocytes - a feature not captured by bulk RNA-seq. Overall, this study provides insight into the molecular basis of an evolutionary young transition in pigment synthesis, and demonstrates the power of histologically explicit, statistically substantiated single-cell gene expression quantification for functional genetic inference in natural populations.