Abstract Soil salinity is a major contributor to crop yield losses. To improve our understanding of root responses to salinity, we developed and exploit here a real-time salt-induced tilting assay (SITA). This method follows root growth upon both gravitropic and salt challenges, revealing that root bending upon tilting is modulated by salinity, but not by osmotic stress. Next, this salt-specific response was measured in 345 natural Arabidopsis accessions and we discovered a genetic locus, encoding for the cell-wall modifying enzyme EXTENSIN ARABINOSE DEFICIENT TRANSFERASE (ExAD), to be associated with root bending in salt. Extensins are a class of structural cell wall glycoproteins [hydroxyproline-rich glycoproteins (HRGPs)] which are post-translationally modified by O-glycosylation mostly in the form of hydroxyproline (Hyp)-arabinosylation. We show that salt induces ExAD-dependent Hyp-arabinosylation, influencing root bending responses and cell wall thickness. We report that roots of exad mutants, which lack extensin Hyp-Araf 4 modifications, display increased root epidermal cell wall thickness and porosity and altered gravitropic root bending in salt, as well as a reduced salt avoidance response. Our results suggest that extensin modification via Hyp-arabinosylation represents a novel salt-specific cellular process that is required for the directional response of roots exposed to salinity.

Abstract Plant cells can be distinguished from animal cells by their cell walls and high turgor pressure. Although changes in turgor and stiffness of cell walls seem coordinated, we know little about the mechanism responsible for coordination. Evidence has accumulated that plants, like yeast, have a dedicated cell wall integrity maintenance mechanism. This mechanism monitors the functional integrity of the wall and maintains it through adaptive responses when cell wall damage occurs during growth, development, and interactions with the environment. The adaptive responses include osmo-sensitive-induction of phytohormone production, defence responses as well as changes in cell wall composition and structure. Here, we investigate how the cell wall integrity maintenance mechanism coordinates changes in cell wall stiffness and turgor in Arabidopsis thaliana . We show that the production of abscisic acid (ABA), the phytohormone modulating turgor pressure and responses to drought, depends on the presence of a functional cell wall. We find that the cell wall integrity sensor THESEUS1 modulates mechanical properties of walls, turgor loss point and ABA biosynthesis. We identify RECEPTOR-LIKE PROTEIN 12 as a new component of cell wall integrity maintenance controlling cell wall damage-induced jasmonic acid production. Based on the results we propose that THE1 is responsible for coordinating changes in turgor pressure and cell wall stiffness. Significance statement Plants need to constantly adapt to a changing environment. This includes responses to biotic and abiotic stress. Key elements influencing the response to abiotic stress are the plant cell walls surrounding all cells and the phytohormone abscisic acid, which influences turgor pressure in plants. Turgor pressure in plant cells is much higher than in animal cells and a key driver of plant growth and development. Here we investigate the mechanism regulating cell wall stiffness and coordinating changes in stiffness and turgor. We characterize key elements of the mechanism and dissect its mode of action. This knowledge will enable us to pursue novel approaches to improve plant resistance to drought stress, which is crucial in a rapidly changing environment.

Plant cell walls participate in all plant-environment interactions. Maintaining cell wall integrity (CWI)during these interactions is essential. This realization led to increased interest in CWI and resulted in knowledge regarding early perception and signalling mechanisms active during CWI maintenance. By contrast, knowledge regarding processes mediating changes in cell wall metabolism upon CWI impairment is very limited. To identify genes involved and to investigate their contributions to the processes we selected 23 genes with altered expression in response to CWI impairment and characterized the impact of T-DNA insertions in these genes on cell wall composition using Fourier-Transform Infrared Spectroscopy (FTIR) in Arabidopsis thaliana seedlings. Insertions in 14 genes led to cell wall phenotypes detectable by FTIR. A detailed analysis of four genes found that their altered expression upon CWI impairment is dependent on THE1 activity, a key component of CWI maintenance. Phenotypic characterizations of insertion lines suggest that the four genes are required for particular aspects of CWI maintenance, cell wall composition or resistance to Plectosphaerella cucumerina infection in adult plants. Taken together, the results implicate the genes in responses to CWI impairment, cell wall metabolism and/or pathogen defence, thus identifying new molecular components and processes relevant for CWI maintenance.

Abstract Salinity stress constrains lateral root (LR) growth and severely impacts plant growth. Auxin signaling is indispensable for the regulation of LR formation. Nevertheless, the molecular mechanism of how salinity affects root auxin signaling and whether salt would steer alternative pathway(s) to regulate LR development is unknown. Here we show that the auxin- regulated transcription factor LATERAL ORGAN BOUNDARY DOMAIN (LBD)16, known as an essential player for LR development under control conditions, is regulated by an alternative non-canonical pathway under salinity. Salt represses auxin signaling but in parallel activates an upstream transcriptional activator of LBD16, ZINC FINGER OF ARABIDOPSIS THALIANA 6 (ZAT6). ZAT6 modulates the activity of LBD16 to contribute to downstream cell wall remodeling, and promotes LR development under salinity stress. Our study thus shows that root developmental plasticity in response to salt stress is achieved by integration of auxin- dependent repressive and salt-activated auxin-independent pathways converging on LBD16 to modulate root branching modulation under salinity.

Abstract Immune responses in plants are triggered by molecular patterns or elicitors, recognized by plant pattern recognition receptors (PRRs). Such molecular patterns arise from host-pathogen interactions and the response cascade activated after their perception is known as pattern-triggered immunity (PTI). Glucans have emerged as key players in PTI, but certain glucans’ ability to stimulate defensive responses in plants remains understudied. This work focused on identifying novel glucan oligosaccharides acting as molecular patterns. The ability of various microorganism-derived glucans to prompt PTI responses was tested, revealing that specific microbial-derived glucans, such as short linear β-1,2-glucans, trigger this response in plants by increasing reactive oxygen species (ROS) production, MAP kinase phosphorylation, and differential expression of defence-related genes in Arabidopsis thaliana . Pretreatments with β-1,2-glucan trisaccharide (B2G3) improved Arabidopsis defence against bacterial and fungal infections in a hypersusceptible genotype. The knowledge generated was then transferred to the monocotyledonous model species maize and wheat, confirming that these plants also respond to β-1,2-glucans, with increased ROS production and improved protection against fungal infections following B2G3 pretreatments. In summary, as with other β-glucans, plants perceive β-1,2-glucans as warning signals and stimulate defence responses against phytopathogens. Highlights We describe a new group of glycans present in the extracellular matrices of some plant-interacting microorganisms that are sensed by host surveillance systems and enhance the plant’s natural resistance to disease.

Plant cells are surrounded by walls, which must often meet opposing functional requirements during plant growth and defense. The cells meet them by modifying wall structure and composition in a tightly controlled and adaptive manner. The modifications seem to be mediated by a dedicated cell wall integrity (CWI) maintenance mechanism. Currently the mode of action of the mechanism is not understood and it is unclear how its activity is coordinated with established plant defense signaling. We investigated responses to induced cell wall damage (CWD) impairing CWI and the underlying mechanism in Arabidopsis thaliana. Interestingly inhibitor- and enzyme-derived CWD induced similar, turgor-sensitive stress responses. Genetic analysis showed that the receptor-like kinase (RLK) FEI2 and the mechano-sensitive, plasma membrane-localized Ca2+- channel MCA1 function downstream of the THE1 RLK in CWD perception. Phenotypic clustering with 27 genotypes identified a core group of RLKs and ion channels, required for activation of CWD responses. By contrast, the responses were repressed by pattern-triggered immune (PTI) signaling components including PEPR1 and 2, the receptors for the immune signaling peptide AtPep1. Interestingly AtPep1 application repressed CWD-induced phytohormone accumulation in a PEPR1/2-dependent manner. These results suggest that PTI suppresses CWD-induced defense responses through elicitor peptide-mediated signaling during defense response activation. If PTI is impaired, the suppression of CWD-induced responses is alleviated, thus compensating for defective PTI.

During growth, development and defense, cell wall integrity needs to be coordinated with cell cycle activity. In Saccharomyces cerevisiae, coordination is mediated by the cell wall integrity maintenance mechanism. In plants, little is known how coordination is achieved. Here we investigated coordination between plant cell wall and cell cycle activity in Arabidopsis thaliana seedlings by studying the impact of cell wall damage (CWD, caused by cellulose biosynthesis inhibition) on cell cycle gene expression, growth, phytohormone (jasmonic acid, salicylic acid, cytokinins) and lignin accumulation. We found root growth and cell cycle gene expression are reduced by CWD in an osmo-sensitive manner. trans-zeatin application suppressed the CWD effect on gene expression. Quantification of cytokinins revealed CWD-induced, osmo-sensitive changes in several cytokinins. Expression of CYTOKININ OXIDASE2/DEHYDROGENASE (CKX2) and CKX3, encoding cytokinin-degrading enzymes, was elevated in CWD-exposed seedlings. Genetic studies implicated NITRATE REDUCTASE1/2 (NIA1/2) in the response to CWD. In nia1/2 seedlings CWD induced neither expression of CKX2/3 and cell cycle genes nor accumulation of jasmonic acid, salicylic acid and lignin. This suggests that CWD causes increased CKX2/3 expression through a NIA1/2-mediated process. Increased CKX expression seems to cause changes in cytokinin levels, leading to reduced cell cycle gene expression.