The flowers of major cereals are arranged on reproductive branches known as spikelets, which group together to form an inflorescence. Diversity for inflorescence architecture has been exploited during domestication to increase crop yields, and genetic variation for this trait has potential to further boost grain production. Multiple genes that regulate inflorescence architecture have been identified by studying alleles that modify gene activity or dosage; however, little is known in wheat. Here, we show TEOSINTE BRANCHED1 (TB1) regulates inflorescence architecture in bread wheat (Triticum aestivum) by investigating lines that display a form of inflorescence branching known as "paired spikelets." We show that TB1 interacts with FLOWERING LOCUS T1 and that increased dosage of TB1 alters inflorescence architecture and growth rate in a process that includes reduced expression of meristem identity genes, with allelic diversity for TB1 found to associate genetically with paired spikelet development in modern cultivars. We propose TB1 coordinates formation of axillary spikelets during the vegetative to floral transition and that alleles known to modify dosage or function of TB1 could help increase wheat yields.

A key goal in agriculture is to create pathogen-resistant crop species via breeding or biotechnological approaches. Plant resistance (R) and pathogen avirulence (Avr) gene interactions play a vital role in pathogen resistance. Efficient molecular screening tools for crops lack far behind their model organism counterparts, yet they are essential to rapidly identify agriculturally important molecular interactions that trigger host resistance. To fill this important gap, we have developed a novel wheat protoplast assay that enables efficient screening of Avr/R interactions at scale. Our assay allows access to the extensive gene pool of phenotypically described R genes because it does not require the overexpression of cloned R genes. It is suitable for multiplexed Avr screening, with interactions tested in pools of up to fifty Avr candidates. Our assay is based on newly identified Avr/R-induced defense genes which we used to create promoter-luciferase reporter constructs. We combined these reporter constructs with a synthetic biology based dual-color ratiometric reporter system that normalizes read-outs accounting for experimental variability and Avr/R-induced cell-death. In addition, we introduced a replicon-based plasmid derived from the wheat dwarf virus, which self-replicates in wheat reducing the amount of plasmid used in the assay. Our new assay increases the throughput of Avr candidate screening, accelerating the study of cellular defense signaling and resistance gene identification in wheat. We anticipate that the uptake of our assay by the community will significantly accelerate Avr identification for many wheat pathogens, leading to improved genome-guided pathogen surveillance and breeding of disease-resistant crops.

Phosphate availability modulates plant immune function and regulates interactions with beneficial, phosphate-providing, microbes. Here, we describe the hijacking of plant phosphate sensing by a family of Nudix hydrolase effectors from pathogenic Magnaporthe oryzae and Colletotrichum fungi. Structural and enzymatic analyses of the Nudix effector family demonstrate that they selectively hydrolyze inositol pyrophosphates, a molecule used by plants to monitor phosphate status and regulate starvation responses. In M. oryzae, gene deletion and complementation experiments reveal that the enzymatic activity of a Nudix effector significantly contributes to pathogen virulence. Further, we show that this conserved effector protein family induces phosphate starvation signaling in plants. Our study elucidates a molecular mechanism, utilized by multiple phytopathogenic fungi, that manipulates the highly conserved plant phosphate sensing pathway to exacerbate disease.