LOVTRAP enables rapid optogenetic control of protein dissociation and is complementary to related optogenetic tools that mediate light-induced protein association. LOVTRAP is applied to the study of oscillatory processes at the cell membrane. LOVTRAP is an optogenetic approach for reversible light-induced protein dissociation using protein A fragments that bind to the LOV domain only in the dark, with tunable kinetics and a >150-fold change in the dissociation constant (Kd). By reversibly sequestering proteins at mitochondria, we precisely modulated the proteins' access to the cell edge, demonstrating a naturally occurring 3-mHz cell-edge oscillation driven by interactions of Vav2, Rac1, and PI3K proteins.

Abstract We introduce exchangeable ligands for fluorescence labeling of HaloTag7 as an alternative to covalently bound probes. The exchangeable ligands open up new possibilities in imaging for a widely used labeling approach, including applications in points accumulation for imaging in nanoscale topography (PAINT), MINFLUX and live-cell, multi-frame stimulated emission depletion (STED) microscopy. We furthermore introduce orthogonal pairs of exchangeable ligands and HaloTags for dual-color PAINT and STED microscopy. Graphical Abstract

Abstract The self-labeling protein tags (SLPs) HaloTag7, SNAP-tag and CLIP-tag allow the covalent labeling of fusion proteins with synthetic molecules for applications in bioimaging and biotechnology. To guide the selection of an SLP-substrate pair and provide guidelines for the design of substrates, we report a systematic and comparative study on the labeling kinetics and substrate specificities of HaloTag7, SNAP-tag and CLIP-tag. HaloTag7 reaches almost diffusion-limited labeling rates with certain rhodamine substrates, which are more than two orders of magnitude higher than those of SNAP-tag for the corresponding substrates. SNAP-tag labeling rates however are less affected by the structure of the label than those of HaloTag7, which vary over six orders of magnitude for commonly employed substrates. Solving the crystal structures of HaloTag7 and SNAP-tag labeled with fluorescent substrates allowed us to rationalize their substrate preferences. We also demonstrate how these insights can be exploited to design substrates with improved labeling kinetics.

Abstract Fluorescent biosensors enable to study cell physiology with spatiotemporal resolution, yet most biosensors suffer from relatively low dynamic ranges. Here, we introduce a family of designed Förster Resonance Energy Transfer (FRET) pairs with near quantitative FRET efficiencies based on the reversible interaction of fluorescent proteins with a fluorescently labeled HaloTag. These FRET pairs enabled the straightforward design of biosensors for calcium, ATP and NAD + with unprecedented dynamic ranges. The color of each of these biosensors can be readily tuned by either changing the fluorescent protein or the synthetic fluorophore, which enabled to monitor simultaneously free NAD + in different subcellular compartments upon genotoxic stress. Minimal modifications furthermore allow the readout of these biosensors to be switched to fluorescence intensity, lifetime or bioluminescence. These FRET pairs thus establish a new concept for the development of highly sensitive and tunable biosensors. Graphical abstract

Despite tremendous efforts using various techniques, many central questions regarding the walking mechanism of the ATP-driven motor protein kinesin-1 remained contradictory and puzzling. Still, it is widely believed that kinesin-1 walks hand-over-hand, meaning that the two motor domains (heads) sequentially overtake each other with a 16 nm step so that, after each step, the two heads are 8 nm apart. Here we developed dual-color fluorophore tracking by MINFLUX, which enabled us to follow the individual steps of the two heads simultaneously, up to physiological ATP concentrations. We found that, besides hand-over-hand, kinesin-1 frequently walks in a previously undescribed chassé-inchworm mode, whereby one of the heads advances by 16 nm, whereas the other one follows suit, binding in close proximity to the first. In this mode, the two heads are either 16 nm or ∼0 nm apart. The transition between the two walking mechanisms is initiated by one of the heads making a large (>20 nm) passing step. MINFLUX also revealed that load-free kinesin-1 does not show significant limping and that the stalk folds back, pointing leftwards. The finding of the chassé-inchworm mechanism reconciles many of the contradictory results gained with other techniques, highlighting the power of multicolor MINFLUX tracking to reveal protein operation.

Abstract Neurons grow neurites of several tens of micrometers in length, necessitating active transport from the cell body by motor proteins. By tracking fluorophores as minimally invasive labels, MINFLUX is able to quantify the motion of those proteins with nanometer/millisecond resolution. Here we study the substeps of a truncated kinesin-1 mutant in primary rat hippocampal neurons, which have so far been mainly observed on polymerized microtubules deposited onto glass coverslips. A gentle fixation protocol largely maintains the structure and surface modifications of the microtubules in the cell. By analyzing the time between the substeps, we identify the ATP-binding state of kinesin-1 and observe the associated rotation of the kinesin-1 head in neurites. We also observed kinesin-1 switching microtubules mid-walk, highlighting the potential of MINFLUX to study the details of active cellular transport.

Abstract HaloTag9 is an engineered variant of HaloTag7 with up to 40% higher brightness and increased fluorescence lifetime when labeled with fluorogenic rhodamines. Moreover, combining HaloTag9 with HaloTag7 and other fluorescent probes enabled live-cell multiplexing using a single fluorophore and the generation of a fluorescence lifetime-based biosensor. The increased brightness of HaloTag9 and its use in fluorescence lifetime multiplexing makes it a powerful tool for live-cell imaging.

Aspartate is crucial for nucleotide synthesis, ammonia detoxification, and maintaining redox balance via the malate-aspartate-shuttle (MAS). To disentangle these multiple roles of aspartate metabolism, tools are required that measure aspartate concentrations in real time and in live cells. We introduce AspSnFR, a genetically encoded green fluorescent biosensor for intracellular aspartate, engineered through displaying and screening biosensor libraries on mammalian cells. In live cells, AspSnFR is able to precisely and quantitatively measure cytosolic aspartate concentrations and dissect its production from glutamine. Combining high-content imaging of AspSnFR with pharmacological perturbations exposes differences in metabolic vulnerabilities of aspartate levels based on nutrient availability. Further, AspSnFR facilitates tracking of aspartate export from mitochondria through SLC25A12, the MAS' key transporter. We show that SLC25A12 is a rapidly responding and direct route to couple Ca2+ signaling with mitochondrial aspartate export. This establishes SLC25A12 as a crucial link between cellular signaling, mitochondrial respiration, and metabolism.

We introduce an engineered nanobody whose affinity to green fluorescent protein (GFP) can be switched on and off with small molecules. By controlling the cellular localization of GFP fusion proteins, the engineered nanobody allows to study their role in basic biological processes, an approach that should be applicable to numerous previously described GFP fusions. We also outline how the binding affinities of other nanobodies can be controlled by small molecules.

ABSTRACT Aspartate is a limiting metabolite in proliferating cells with its production closely linked to glutamine and mitochondrial metabolism. To date, measuring aspartate concentrations in live cells was deemed impossible. We present iAspSnFR, a genetically-encoded biosensor for intracellular aspartate, engineered by displaying and screening biosensor libraries in HEK293 cells. In live cells, iAspSnFR exhibits a dynamic range of 130% fluorescence change and detects reduced aspartate levels upon glutamine deprivation or glutaminase inhibition. Furthermore, iAspSnFR tracks aspartate uptake by excitatory amino acid transporters, or of asparagine after co-expression of an asparaginase. Importantly, iAspSnFR reports aspartate depletions upon electron transport chain inhibition, and therefore it can serve as a proxy for mitochondrial respiration. Consequently, iAspSnFR can dissect the major cellular pathways of aspartate production, offering immediate applications, particularly in cancer biology, such as screening small molecules targeting aspartate and glutamine metabolism.