ABSTRACT Interferon-induced transmembrane protein 3 (IFITM3) inhibits the entry of numerous viruses through undefined molecular mechanisms. IFITM3 localizes in the endosomal-lysosomal system and specifically impacts virus fusion with target cell membranes. We found that IFITM3 induces local lipid sorting, resulting in an increased concentration of lipids disfavoring viral fusion at the hemifusion site. This increases the energy barrier for fusion pore formation and the hemifusion dwell time, promoting viral degradation in lysosomes. In situ cryo-electron tomography captured IFITM3-mediated arrest of influenza A virus membrane fusion. Observation of hemifusion diaphragms between viral particles and late endosomal membranes confirmed hemifusion stabilization as a molecular mechanism of IFITM3. The presence of the influenza fusion protein hemagglutinin in post-fusion conformation close to hemifusion sites further indicated that IFITM3 does not interfere with the viral fusion machinery. Collectively, these findings show that IFITM3 induces lipid sorting to stabilize hemifusion and prevent virus entry into target cells.

Summary Fibroblast Growth Factor 2 (FGF2) is a cell survival factor involved in tumor-induced angiogenesis. FGF2 is secreted through an unconventional secretory pathway based upon direct protein translocation across the plasma membrane. Here we demonstrate that both PI(4,5)P 2 -dependent FGF2 recruitment at the inner plasma membrane leaflet and FGF2 membrane translocation into the extracellular space are positively modulated by cholesterol in living cells. We further reveal cholesterol to enhance FGF2 binding to PI(4,5)P 2 -containing lipid bilayers in a fully reconstituted system. Based on extensive atomistic molecular dynamics simulations and membrane tension experiments, we propose cholesterol to modulate FGF2 binding to PI(4,5)P 2 by (i) increasing head group visibility of PI(4,5)P 2 on the membrane surface, (ii) increasing avidity by cholesterol-induced clustering of PI(4,5)P 2 molecules triggering FGF2 oligomerization and (iii) increasing membrane tension facilitating the formation of lipidic membrane pores. Our findings have general implications for phosphoinositide-dependent protein recruitment to membranes and explain the highly selective targeting of FGF2 towards the plasma membrane, the subcellular site of FGF2 membrane translocation during unconventional secretion of FGF2.

Abstract Ebola viruses (EBOVs) are filamentous particles, whose shape and stability are determined by the VP40 matrix. Virus entry into host cells occurs via membrane fusion in late endosomes; however, the mechanism of how the remarkably long virions undergo uncoating including virion disassembly and nucleocapsid release into the cytosol, remains unknown. Here, we investigate the structural architecture of EBOVs entering host cells and discover that the VP40 matrix disassembles prior to membrane fusion. We reveal that VP40 disassembly is caused by the weakening of VP40-lipid interactions driven by low endosomal pH that equilibrates passively across the viral envelope without a dedicated ion channel. We further show that viral membrane fusion depends on VP40 matrix integrity, and its disassembly reduces the energy barrier for fusion stalk formation. Thus, pH-driven structural remodeling of the VP40 matrix acts as a molecular switch coupling viral matrix uncoating to membrane fusion during EBOV entry.

Sphingolipids are important structural components of membranes. Additionally, simple sphingolipids such as sphingosine are highly bioactive and participate in complex subcellular signaling. Sphingolipid deregulation is associated with many severe diseases including diabetes, Parkinson9s and cancer. Here, we focus on how sphingosine, generated from sphingolipid catabolism in late endosomes/lysosomes, is reintegrated into the biosynthetic machinery at the endoplasmic reticulum (ER). We characterized the sterol transporter STARD3 as a sphingosine transporter acting at lysosome-ER contact sites. Experiments featuring crosslinkable sphingosine probes, supported by unbiased molecular dynamics simulations, exposed how sphingosine binds to the lipid-binding domain of STARD3. Following the metabolic fate of pre-localized lysosomal sphingosine showed the importance of STARD3 and its actions at contact sites for the integration of sphingosine into ceramide in a cellular context. Our findings provide the first example of inter-organellar sphingosine transfer and pave the way for a better understanding of sphingolipid - sterol co-regulation.

Abstract The creation of free-standing lipid membranes has been so far of remarkable interest to investigate processes occurring in the cell membrane since its unsupported part enables studies in which it is important to maintain cell-like physicochemical properties of the lipid bilayer, that nonetheless depend on its molecular composition. In this study, we prepare pore-spanning membranes that mimic the composition of plasma membranes and perform force spectroscopy indentation measurements to unravel mechanistic insights depending on lipid composition. We show that this approach is highly effective for studying the mechanical properties of such membranes. Furthermore, we identify a direct influence of cholesterol and sphingomyelin on the elasticity of the bilayer and adhesion between the two leaflets. Eventually, we explore the possibilities of imaging in the unsupported membrane regions. For this purpose, we investigate the adsorption and movement of a peripheral protein, the fibroblast growth factor 2, on the complex membrane.

Fibroblast Growth Factor 2 (FGF2) exits cells by direct translocation across the plasma membrane, a type I pathway of unconventional protein secretion. This process is initiated by PI(4,5)P2-dependent formation of highly dynamic FGF2 oligomers at the inner plasma membrane leaflet, inducing the formation of lipidic membrane pores. Cell surface heparan sulfate chains linked to glypican-1 (GPC1) capture FGF2 at the outer plasma membrane leaflet, completing FGF2 membrane translocation into the extracellular space. While the basic steps of this pathway are well understood, the molecular mechanism by which FGF2 oligomerizes on membrane surfaces remains unclear. In the current study, we demonstrate the initial step of this process to depend on C95-C95 disulfide-bridge-mediated FGF2 dimerization on membrane surfaces, producing the building blocks for higher FGF2 oligomers that drive the formation of membrane pores. We find FGF2 with a C95A substitution to be defective in oligomerization, pore formation, and membrane translocation. Consistently, we demonstrate a C95A variant of FGF2 to be characterized by a severe secretion phenotype. By contrast, while also important for efficient FGF2 secretion from cells, a second cysteine residue on the molecular surface of FGF2 (C77) is not involved in FGF2 oligomerization. Rather, we find C77 to be part of the protein-protein interaction interface through which FGF2 binds to the α1 subunit of the Na,K-ATPase, the landing platform for FGF2 at the inner plasma membrane leaflet. Using cross-linking mass spectrometry, atomistic molecular dynamics simulations combined with a machine learning analysis and cryo-electron tomography, we provide insights into a FGF2 dimerization interface that brings C95 residues in close proximity, resulting in disulfide bridged FGF2 dimers. We propose a mechanism by which they bind with high avidity to PI(4,5)P2 on membrane surfaces. We further propose a tight coupling between FGF2 secretion and the formation of ternary signaling complexes on cell surfaces, hypothesizing that C95-C95 bridged FGF2 dimers are functioning as the molecular units triggering autocrine and paracrine FGF2 signaling.

Abstract SNAP25 is one of three neuronal SNAREs driving synaptic vesicle exocytosis. We studied three mutations in SNAP25 that cause epileptic encephalopathy: V48F, and D166Y in the Synaptotagmin-1 (Syt1) binding interface, and I67N, which destabilizes the SNARE-complex. All three mutations reduced Syt1-dependent vesicle docking to SNARE-carrying liposomes and Ca 2+ -stimulated membrane fusion in vitro and in neurons. The V48F and D166Y mutants (with potency D166Y > V48F) led to reduced Readily Releasable Pool (RRP) size, due to increased spontaneous (mEPSC) release and decreased priming rates. These mutations lowered the energy barrier for fusion and increased the release probability, which are gain-of-function features not found in Syt1 knockout (KO) neurons; normalized mEPSC release rates were higher (potency D166Y>V48F) than in the Syt1 KO. These mutations (potency D166Y > V48F) increased spontaneous association to partner SNAREs, resulting in unregulated membrane fusion. In contrast, the I67N mutant decreased mEPSC frequency and EPSC amplitudes due to an increase in the apparent height of the energy barrier for fusion, whereas the RRP size was unaffected. This could be partly compensated by positive charges lowering the energy barrier. Overall, pathogenic mutations in SNAP25 cause complex changes in the energy landscape for priming and fusion.

Fibroblast Growth Factor 2 (FGF2) is a tumor cell survival factor that is exported from cells by an unconventional secretory pathway. This process is based on direct translocation of FGF2 across the plasma membrane. FGF2 membrane translocation depends on PI(4,5)P2-induced formation of membrane-inserted FGF2 oligomers followed by extracellular trapping of FGF2 at the outer leaflet mediated by cell surface heparan sulfate proteoglycans. Beyond the well-characterized core mechanism of FGF2 membrane translocation, the Na,K-ATPase has been proposed to play a so far unknown role in unconventional secretion of FGF2. Here, we define a direct physical interaction of FGF2 with a subdomain of the cytoplasmic part of the α1 subunit of the Na,K-ATPase. Employing NMR spectroscopy and molecular dynamics simulations, we identified two lysine residues on the molecular surface of FGF2 that are shown to be essential for its interaction with α1. In intact cells, the corresponding lysine-to-glutamate variants of FGF2 were characterized by inefficient secretion and reduced recruitment to the inner plasma membrane leaflet as shown by single molecule TIRF microscopy. Our findings suggest that α1 acts upstream of PI(4,5)P2 facilitating efficient membrane translocation of FGF2 to the cell surface of tumor cells.