Abstract The recently introduced minimal photon fluxes (MINFLUX) concept pushed the resolution of fluorescence microscopy to molecular dimensions. Initial demonstrations relied on custom made, specialized microscopes, raising the question of the method’s general availability. Here, we show that MINFLUX implemented with a standard microscope stand can attain 1–3 nm resolution in three dimensions, rendering fluorescence microscopy with molecule-scale resolution widely applicable. Advances, such as synchronized electro-optical and galvanometric beam steering and a stabilization that locks the sample position to sub-nanometer precision with respect to the stand, ensure nanometer-precise and accurate real-time localization of individually activated fluorophores. In our MINFLUX imaging of cell- and neurobiological samples, ~800 detected photons suffice to attain a localization precision of 2.2 nm, whereas ~2500 photons yield precisions <1 nm (standard deviation). We further demonstrate 3D imaging with localization precision of ~2.4 nm in the focal plane and ~1.9 nm along the optic axis. Localizing with a precision of <20 nm within ~100 µs, we establish this spatio-temporal resolution in single fluorophore tracking and apply it to the diffusion of single labeled lipids in lipid-bilayer model membranes.

Abstract The cardiac type 2 ryanodine receptor (RyR2) is a large homotetramer of a ∼560 kD subunit and is the molecular pathway through which the majority of Ca 2+ enters the cytosol during cardiac activation. It constitutes the molecular basis of the process of calcium induced calcium release where activation of RyR2s can be locally regenerative giving rise to local release events termed Ca 2+ sparks. Accordingly, the molecular distribution of RyR2 in cardiac myocytes has been of great interest. Here we present the first purely optical data of RyR2 distribution with sub-molecular resolution by applying 3D MINFLUX fluorescence super-resolution microscopy. We demonstrate that by using single-domain antibodies (sdABs) against fluorescent protein domains in engineered RyR2 fluorescent protein fusions we can determine the location of individual RyR2 subunits with high precision (∼3 nm) in all directions. This allows determining not only the location but also the 3D orientation of individual RyR2 channels in intact cells. In practice, this capability is currently limited by a relatively modest effective labeling efficiency (∼10 % subunit detection efficiency translating into ∼35% RyR2 labeling efficiency) which we measure in-situ using a novel procedure enabled by the true molecular resolution of MINFLUX microscopy. The new data suggests a resolution to apparent discrepancies between previous data from electron microscopy and super-resolution data that may be at least partially explained by effects of labeling efficiency. The methodology developed here will be critical to reveal the full complexity of RyR2 and related Ca 2+ handling proteins in 3D as well as their relationship to contractile function. Our new approaches may be applicable to other multi-subunit complexes in cardiac muscle and other cell types.

Abstract Reversibly switchable fluorescent proteins (RSFPs) can be repeatedly transferred between a fluorescent on- and a non-fluorescent off-state in response to irradiation with light of different wavelengths. Negative switching RSFPs are switched from the on- to the off-state with the same wavelength which also excites fluorescence. Positive switching RSFPs have a reversed light response where the fluorescence excitation wavelength induces the transition from the off- to the on-state. Reversible saturable optical linear (fluorescence) transitions (RESOLFT) nanoscopy utilizes these switching states to achieve diffraction-unlimited resolution, but so far has primarily relied on negative switching RSFPs by using time sequential switching schemes. Based on the green fluorescent RSFP Padron, we engineered the positive switching RSFP Padron2. Compared to its predecessor, it can undergo 50-fold more switching cycles while displaying a contrast ratio between the on- and the off-state of more than 100:1. Because of its robust switching behavior, Padron2 supports a RESOLFT imaging scheme that entirely refrains from sequential switching as it only requires beam scanning of two spatially overlaid light distributions. Using Padron2, we demonstrate live-cell RESOLFT nanoscopy without sequential irradiation steps.

Abstract Cells assemble macromolecular complexes into scaffoldings that serve as substrates for catalytic processes. Years of molecular neurobiology indicate that neurotransmission depends on such optimization strategies, yet the molecular topography of the presynaptic Active Zone (AZ) where transmitter is released upon synaptic vesicle (SV) fusion remains to be visualized. Therefore, we implemented MINFLUX optical nanoscopy to resolve the AZ of rod photoreceptors. To facilitate MINFLUX nanoscopy of the AZ, we developed and verified an immobilization technique, we name Heat Assisted Rapid Dehydration (HARD). Here fresh retinal slices are directly stamped onto glass coverslips yielding a single layer of rod AZs. These AZs exhibited excellent labeling efficiency and minimal signal redundancy in the Z-direction. Our data indicate that the SV release site is a molecular complex of bassoon-Rab3-binding molecule 2 (RIM2)-ubMunc13-2-CAST. The complexes are serially duplicated longitudinally, and reflected in register along the axis of symmetry of the synaptic ribbon. One sentence summary Structural motifs formed by active zone proteins at the photoreceptor synapse.

SUMMARY The membrane proteins Ninjurin1 ( NINJ1) and Ninjurin2 (NINJ2) are upregulated by nerve injury to increase cell adhesion and promote axonal growth in neurons. NINJ1, but not NINJ2, has also been shown to play an essential role in pyroptosis by promoting plasma membrane rupture downstream of gasdermin D (GSDMD) pore formation, as well as in lytic cell death mediated by other pathways. Recombinant NINJ1 and NINJ2 purified in detergent show irregular rings of various diameters as well as curved filaments. While NINJ1 and NINJ2 both formed ring-like structures when mixed with liposomes, strikingly, only NINJ1, but not NINJ2, ruptures liposome membranes, leading to their dissolution. Because of the better feasibility, we determined the cryo-EM structure of NINJ1 ring segments from detergent by segmenting the irregular rings into shorter fragments. Each NINJ1 subunit contains a transmembrane (TM) helical hairpin (α3 and α4) that likely mediates NINJ1 membrane localization, as well as the side-by-side interaction between adjacent subunits. There are two extracellular domain amphipathic helices (α1 and α2), among which α1 crosses over to the neighboring subunit at the outside facing surface of the ring, to link NINJ1 subunits together into chains. As such, the inner face of the rings is hydrophobic whereas the outer face of the rings is hydrophilic and should repel membranes. Live cell imaging of NINJ1-deficient THP-1 cells reconstituted with NINJ1-eGFP uncovers the pinching off of NINJ1 rings from the cell surface and the loss of NINJ1 to the culture supernatant in oligomerized forms upon inflammasome activation. Formation of rings is also confirmed by super-resolution imaging of endogenous NINJ1 using anti-NINJ1 antibody. These data suggest that membrane insertion of amphipathic helices and formation of rings with a hydrophilic outer surface underlie the mechanism for NINJ1 to pinch off membranes as if it were a nanodisc-forming amphipathic polymer, leading to membrane rupture and lysis during cell death.

Summary The kinetochore is an essential protein complex for accurate chromosome segregation. The constitutive centromere-associated network (CCAN), a subcomplex of the kinetochore, associates with centromeric chromatin providing a platform for the kinetochore assembly. A CCAN protein, CENP-C, is thought to be a central hub for the centromere/kinetochore organization. However, the crucial role of CENP-C in centromeres remains to be elucidated. Here, we demonstrated that both the CCAN-binding domain and C-terminal Cupin domain of CENP-C are necessary and sufficient for chicken CENP-C function. Our structural and biochemical analyses revealed that the Cupin domain of chicken and human CENP-C is self-oligomerization domain, which is crucial for centromeric chromatin organization. CENP-C mutants lacking the oligomerization interface cause mislocalization of CCAN and cell death. Based on these results, we conclude that the CENP-C oligomerization plays a crucial role in centromere function via providing the robust centromeric chromatin in vertebrate cells.