Abstract Calcium signaling is an important early step in wound healing, yet how these early signals promote regeneration remains unclear. Peptidylarginine deiminases (PADs), a family of calcium-dependent enzymes, catalyze citrullination, a post-translational modification that alters protein function and has been implicated in autoimmune diseases. We generated a mutation in the single zebrafish ancestral pad gene, padi2, resulting in a loss of detectable calcium-dependent citrullination. The padi2 mutants exhibit impaired resolution of inflammation and regeneration after caudal fin transection. Further, we identified a new subpopulation of cells displaying citrullinated histones within the notochord bead following tissue injury. Citrullination of histones in this region was absent and wound-induced proliferation was perturbed in Padi2-deficient larvae. Taken together, our results show that Padi2 is required for the citrullination of histones within a group of cells in the notochord bead, and for promoting wound-induced proliferation required for efficient regeneration. These findings identify Padi2 as a potential intermediary between early calcium signaling and subsequent tissue regeneration. Summary Golenberg et al. developed a citrullination-deficient zebrafish and demonstrated a role for Padi2 in fin wound responses and regeneration. This work identified a distinct population of cells within the regenerative notochord bead that exhibited wound-induced histone citrullination.

Neutrophils are primary cells of the innate immune system that generate reactive oxygen species (ROS) and mediate host defense. Deficient phagocyte NADPH oxidase (PHOX) function leads to chronic granulomatous disease (CGD) that is characterized by invasive infections including those by the generally non-pathogenic fungus Aspergillus nidulans. The role of neutrophil ROS in this specific host-pathogen interaction remains unclear. Here, we exploit the optical transparency of zebrafish to image the effects of neutrophil ROS on invasive fungal growth and neutrophil behavior in response to Aspergillus nidulans. In a wild-type host, A. nidulans germinates rapidly and elicits a robust inflammatory response with efficient fungal clearance. PHOX-deficient larvae have increased susceptibility to invasive A. nidulans infection despite robust neutrophil infiltration. Expression of p22phox specifically in neutrophils does not affect fungal germination but instead limits the area of fungal growth and excessive neutrophil inflammation and is sufficient to restore host survival in p22phox-deficient larvae. These findings suggest that neutrophil ROS limits invasive fungal growth and has immunomodulatory activities that contribute to the specific susceptibility of PHOX-deficient hosts to invasive A. nidulans infection.

Neutrophils are rapidly recruited to sites of infection and are critical for pathogen clearance. Neutropenic patients are at high risk for fungal and bacterial infections and can benefit from granulocyte transfusion therapy. Human induced pluripotent stem cells (iPSCs) could provide a robust source of neutrophil-like cells for infusion as they can be generated in large quantities and do not require a donor. However, dampened intracellular signaling limits their cellular activation and response. Here, we show that we can engineer iPSC-derived neutrophils (iNeutrophils) for enhanced motility and anti-microbial functions. Deletion of the PTP1B phosphatase increased iNeutrophil PI3K and ERK signaling and was associated with increased F-actin polymerization, cell migration and phagocytosis. PTP1B deletion also increased production of inflammatory cytokines, including the neutrophil chemoattractant IL-8. Furthermore, PTP1B-KO iNeutrophils displayed a highly activated morphology and were more responsive to the fungal pathogen Aspergillus fumigatus. KO iNeutrophils efficiently migrated to and swarmed hyphae resulting in inhibition of fungal growth. Taken together, deletion of the PTP1B phosphatase removes the brakes on iPSC-derived intracellular signaling and neutrophil function.

ABSTRACT Cell migration plays an essential role in the immune response and is tightly regulated by both chemical and mechanical cues. After exiting circulation, immune cells navigate through tissues while mechanically confined by extracellular matrix components and tissue-resident cells. Common in vitro systems enable modeling of leukocyte migration through collagen-based hydrogels (individual fiber stiffness ∼ 300 MPa) or in confined polymer-based microchannels (stiffness > MPa), however these existing systems fail to replicate the bidirectional mechanical interactions between migrating leukocytes and resident cells that typically exhibit a stiffness between 200-3000 Pa. Here, we utilize live-imaging of a dual-transgenic zebrafish to capture mechanical deformations of epidermal keratinocytes induced by interaction with migrating neutrophils. Subsequently, we engineer in vitro migration channels bound by a deformable liquid-liquid interface with tunable mechanical properties that replicate single cell keratinocyte deformations during neutrophil migration in vivo . We find that controlling the mechanical properties of the interface modulates neutrophil motility. This work introduces an in vitro controlled material interface that closely mimics the mechanical interactions between neutrophils and surrounding cells in vivo to provide a biologically relevant platform for exploring the influence of mechanical forces on cell migration.

Following acute injury, leukocytes rapidly infiltrate into tissues. For efficient recruitment, leukocytes must sense and respond to signals from both from the damaged tissue and from one another. However, the cell type specific transcriptional changes that influence leukocyte recruitment and wound healing have not been well characterized. In this study, we performed a large-scale translating ribosome affinity purification (TRAP) and RNA sequencing screen in larval zebrafish to identify genes differentially expressed by neutrophils, macrophages, and epithelial cells in the context of wounding. We identified the complement pathway and c3a.1, homologous to the C3A component of human complement, as significantly increased in neutrophils in response to a wound. We report that c3a.1-/- zebrafish larvae have impaired neutrophil responses to both tail wounds and localized bacterial infections, as well as increased susceptibility to infection due to a neutrophil-intrinsic function of C3A. We further show that C3A enhances migration of human primary neutrophils to IL-8 and that c3a.1-/- larvae have impaired neutrophil migration in vivo, and a decrease in neutrophil directed migration speed early after wounding. Together, our findings suggest a role for C3A in mediating efficient neutrophil migration to damaged tissues and support the power of TRAP to identify cell-specific changes in gene expression associated with wound-associated inflammation.

Neutrophil migration is essential for inflammatory responses to kill pathogens, however it also causes tissue injury. To discover novel therapeutic targets that modulate neutrophil migration, we performed a neutrophil-specific microRNA overexpression screen in zebrafish, and identified eight microRNAs as potent suppressors of neutrophil migration. Among those, miR-199 decreases neutrophil chemotaxis in zebrafish and human neutrophil-like cells. Intriguingly, in terminally differentiated neutrophils, miR-199 alters the cell cycle-related pathways and directly suppresses cyclin-dependent kinase 2 (cdk2), whose known activity is restricted to cell cycle progression and cell differentiation. Inhibiting CDK2, but not DNA replication, disrupts cell polarity and chemotaxis of zebrafish neutrophils. Chemotaxis of primary human neutrophils are also reduced by CDK2 inhibition. Furthermore, miR-199 overexpression or CDK2 inhibition significantly improves the outcome of lethal systemic inflammation challenges in zebrafish. Together, our results reveal previously unknown functions of miR-199 and CDK2 in regulating neutrophil migration and provide new directions in alleviating systemic inflammation.

Neutrophil directed motility is necessary for host defense, but its dysregulation can also cause collateral tissue damage. Actinopathies are monogenic disorders that affect the actin cytoskeleton and lead to immune dysregulation. Deficiency in ARPC1B, a component of the ARP2/3 complex, results in vascular neutrophilic inflammation; however, the mechanism remains unclear. Here we generated ARPC1B-deficient human iPSC-derived iNeutrophils that show impaired migration and a switch from pseudopodia to the formation of elongated filopodia. We show, using a blood vessel on a chip model, that primary human neutrophils have impaired movement across an endothelium deficient in APRC1B. We also show that the combined deficiency of ARPC1B in iNeutrophils and endothelium results in further reduction in neutrophil migration. Taken together, these results suggest that ARPC1B in endothelium is sufficient to drive neutrophil behavior.