Abstract Topoisomerase II (Top2) unlinks chromosomes during vertebrate DNA replication. Top2 ‘poisons’ are widely-used chemotherapeutics that stabilize Top2 complexes on DNA, leading to cytotoxic DNA breaks. However, it is unclear how these drugs affect DNA replication, which is a major target of Top2 poisons. Using Xenopus egg extracts, we show that the Top2 poisons etoposide and doxorubicin both inhibit DNA replication through different mechanisms. Etoposide induces Top2-dependent DNA breaks and induces Top2-dependent fork stalling by trapping Top2 behind replication forks. In contrast, doxorubicin does not lead to appreciable break formation and instead intercalates into parental DNA to inhibit replication fork progression. In human cells, etoposide stalls replication forks in a Top2-dependent manner, while doxorubicin stalls forks independently of Top2. However, both drugs exhibit Top2-dependent cytotoxicity. Thus, despite shared genetic requirements for cytotoxicity etoposide and doxorubicin inhibit DNA replication through distinct mechanisms.

Abasic sites are common DNA lesions that stall polymerases and threaten genome stability. When located in single-stranded DNA (ssDNA), they are shielded from aberrant processing by HMCES via a DNA-protein crosslink (DPC) that prevents double-strand breaks. Nevertheless, the HMCES-DPC must be removed to complete DNA repair. Here, we found that DNA polymerase α inhibition generates ssDNA abasic sites and HMCES-DPCs. These DPCs are resolved with a half-life of approximately 1.5 hours. Resolution does not require the proteasome or SPRTN protease. Instead, HMCES-DPC self-reversal is important for resolution. Biochemically, self-reversal is favored when the ssDNA is converted to duplex DNA. When the self-reversal mechanism is inactivated, HMCES-DPC removal is delayed, cell proliferation is slowed, and cells become hypersensitive to DNA damage agents that increase AP site formation. Thus, HMCES-DPC formation followed by self-reversal is an important mechanism for ssDNA AP site management.

Abstract 8-oxoguanine (8-oxoG) is a common oxidative DNA lesion, which causes G>T substitutions that compose COSMIC single base substitution signature 18 (SBS18) in human cancers. Determinants of local and regional differences in 8-oxoG-induced mutability are currently unknown. To uncover factors influencing the topology of 8-oxoG-induced mutations, we assessed spontaneous and KBrO 3 -induced 8-oxoG mutagenesis in human cell lines. KBrO 3 exposure produced a SBS18-like substitution spectrum and a distinct never-before reported INDEL signature that we also observed in human cancers. KBrO 3 -induced 8-oxoG lesions occurred with similar sequence preference as KBrO 3 -induced substitutions, indicating that the reactivity of specific reactive oxygen species (ROS) dictates the trinucleotide motif specificity for 8-oxoG-induced mutagenesis. While 8-oxoG lesions occurred relatively uniformly across chromatin states and nucleosomes, 8-oxoG-induced mutations occurred more frequently in more compact regions of the genome, within nucleosomal DNA, and at inward facing guanines within strongly positioned nucleosomes. Cryo-EM structures of OGG1 bound to nucleosomes indicate that these effects originate from OGG1’s ability to flip outward positioned 8-oxoG lesions into the catalytic pocket with only minor alterations to nucleosome structure, while inward facing lesions occluded by the histone octamer are unrecognized. Mutation spectra from cells with DNA repair deficiencies revealed a hierarchical DNA repair network limiting 8-oxoG mutagenesis in human cells, where OGG1– and MUTY-mediated BER is supplemented by replication-associated factors participating in tolerance of 8-oxoG or derived repair intermediates (i.e. Pol η and HMCES). Surprisingly, analysis of transcriptional asymmetry of KBrO 3 -induced mutations demonstrated transcription-coupled repair of 8-oxoG in Pol η-deficient cells. Thus, radical chemistry, chromatin structures, and DNA repair processes combine to dictate the oxidative mutational landscape in human genomes.

Obesity and environmental toxins are risk factors for breast cancer; however, there is limited knowledge on how these risk factors interact to promote breast cancer. Acrylamide, a probable carcinogen and obesogen, is a by-product in foods prevalent in the obesity-inducing Western diet. Acrylamide is metabolized by cytochrome P450 2E1 (CYP2E1) to the genotoxic epoxide, glycidamide, and is associated with an increased risk for breast cancer. To investigate how acrylamide and obesity interact to increase breast cancer risk, female mice were fed a low-fat (LFD) or high-fat diet (HFD) and control water or water supplemented with acrylamide at levels similar to the average daily exposure in humans. While HFD significantly enhanced weight gain in mice, the addition of acrylamide did not significantly alter body weights compared to respective controls. Mammary epithelial cells from obese, acrylamide-treated mice had increased DNA strand breaks and oxidative DNA damage compared to all other groups. In vitro, glycidamide-treated COMMA-D cells showed significantly increased DNA strand breaks, while acrylamide-treated cells demonstrated significantly higher levels of intracellular reactive oxygen species. The knockdown of CYP2E1 rescued the acrylamide-induced oxidative stress. These studies suggest that long-term acrylamide exposure through foods common in the Western diet may enhance DNA damage and the CYP2E1-induced generation of oxidative stress in mammary epithelial cells, potentially enhancing obesity-induced breast cancer risk.