Abstract Self-renewing tissue-resident macrophages are thought to be exclusively derived from embryonic progenitors. However, whether circulating monocytes can also give rise to such macrophages has not been formally investigated. Here we use a new model of diphtheria toxin-mediated depletion of liver-resident Kupffer cells to generate niche availability and show that circulating monocytes engraft in the liver, gradually adopt the transcriptional profile of their depleted counterparts and become long-lived self-renewing cells. Underlining the physiological relevance of our findings, circulating monocytes also contribute to the expanding pool of macrophages in the liver shortly after birth, when macrophage niches become available during normal organ growth. Thus, like embryonic precursors, monocytes can and do give rise to self-renewing tissue-resident macrophages if the niche is available to them.

Autophagy and apoptosis are two important and interconnected stress-response mechanisms. However, the molecular interplay between these two pathways is not fully understood. To study the fate and function of autophagic proteins at the onset of apoptosis, we used a cellular model system in which autophagy precedes apoptosis. IL-3 depletion of Ba/F3 cells caused caspase (casp)-mediated cleavage of Beclin-1 and PI3KC3, two crucial components of the autophagy-inducing complex. We identified two casp cleavage sites in Beclin-1, TDVD(133) and DQLD(149), cleavage at which yields fragments lacking the autophagy-inducing capacity. Noteworthy, the C-terminal fragment, Beclin-1-C, localized predominantly at the mitochondria and sensitized the cells to apoptosis. Moreover, on isolated mitochondria, recombinant Beclin-1-C was able to induce the release of proapoptotic factors. These findings point to a mechanism by which casp-dependent generation of Beclin-1-C creates an amplifying loop enhancing apoptosis upon growth factor withdrawal.

Summary

 The liver is the largest solid organ in the body, yet it remains incompletely characterized. Here we present a spatial proteogenomic atlas of the healthy and obese human and murine liver combining single-cell CITE-seq, single-nuclei sequencing, spatial transcriptomics, and spatial proteomics. By integrating these multi-omic datasets, we provide validated strategies to reliably discriminate and localize all hepatic cells, including a population of lipid-associated macrophages (LAMs) at the bile ducts. We then align this atlas across seven species, revealing the conserved program of bona fide Kupffer cells and LAMs. We also uncover the respective spatially resolved cellular niches of these macrophages and the microenvironmental circuits driving their unique transcriptomic identities. We demonstrate that LAMs are induced by local lipid exposure, leading to their induction in steatotic regions of the murine and human liver, while Kupffer cell development crucially depends on their cross-talk with hepatic stellate cells via the evolutionarily conserved ALK1-BMP9/10 axis.

Summary

 Macrophages are strongly adapted to their tissue of residence. Yet, little is known about the cell-cell interactions that imprint the tissue-specific identities of macrophages in their respective niches. Using conditional depletion of liver Kupffer cells, we traced the developmental stages of monocytes differentiating into Kupffer cells and mapped the cellular interactions imprinting the Kupffer cell identity. Kupffer cell loss induced tumor necrosis factor (TNF)- and interleukin-1 (IL-1) receptor-dependent activation of stellate cells and endothelial cells, resulting in the transient production of chemokines and adhesion molecules orchestrating monocyte engraftment. Engrafted circulating monocytes transmigrated into the perisinusoidal space and acquired the liver-associated transcription factors inhibitor of DNA 3 (ID3) and liver X receptor-α (LXR-α). Coordinated interactions with hepatocytes induced ID3 expression, whereas endothelial cells and stellate cells induced LXR-α via a synergistic NOTCH-BMP pathway. This study shows that the Kupffer cell niche is composed of stellate cells, hepatocytes, and endothelial cells that together imprint the liver-specific macrophage identity.

Metabolic-associated fatty liver disease (MAFLD) represents a spectrum of disease states ranging from simple steatosis to non-alcoholic steatohepatitis (NASH). Hepatic macrophages, specifically Kupffer cells (KCs), are suggested to play important roles in the pathogenesis of MAFLD through their activation, although the exact roles played by these cells remain unclear. Here, we demonstrated that KCs were reduced in MAFLD being replaced by macrophages originating from the bone marrow. Recruited macrophages existed in two subsets with distinct activation states, either closely resembling homeostatic KCs or lipid-associated macrophages (LAMs) from obese adipose tissue. Hepatic LAMs expressed Osteopontin, a biomarker for patients with NASH, linked with the development of fibrosis. Fitting with this, LAMs were found in regions of the liver with reduced numbers of KCs, characterized by increased Desmin expression. Together, our data highlight considerable heterogeneity within the macrophage pool and suggest a need for more specific macrophage targeting strategies in MAFLD.

Abstract The liver is the largest solid organ in the body, yet it remains incompletely characterized. Here, we present a spatial proteogenomic atlas of the healthy human and murine liver combining single-cell CITE-seq, single-nuclei sequencing, spatial transcriptomics and spatial proteomics. By integrating these multi-omic datasets, we provide validated strategies to reliably discriminate and localize all hepatic cells. We then align this atlas across seven species, revealing the conserved program of bona fide Kupffer cells and bile-duct macrophages. We also uncover the respective spatially-resolved cellular niches of these macrophages and the microenvironmental circuits driving their unique transcriptomic identities. We demonstrate that bile-duct macrophages are induced by local lipid exposure, while Kupffer cells crucially depend on their crosstalk with hepatic stellate cells via the evolutionarily-conserved ALK1-BMP9/10 axis.

Abstract Human myxovirus resistance 2 (MX2) can potently restrict HIV-1 and herpesviruses at a post-entry step by a process that requires MX2 interaction with the capsids of these viruses. The involvement of other host cell factors in this process, however, remains poorly understood. Here, we mapped the proximity interactome of MX2 revealing strong enrichment of phenylalanine-glycine (FG)-rich proteins related to the nuclear pore complex as well as proteins that are part of cytoplasmic ribonucleoprotein granules. MX2 interacts with these proteins to form multiprotein cytoplasmic biomolecular condensates that are essential for its anti-HIV-1 and -herpes simplex virus-1 (HSV-1) activity. MX2 condensate formation requires the disordered N-terminal region of MX2 and its dimerization. We also demonstrate that incoming HIV-1 and HSV-1 capsids associate with MX2 at dynamic cytoplasmic biomolecular condensates. Our results reveal that MX2 forms nuclear pore-mimicking cytoplasmic condensates that act as nuclear pore decoys, thereby interfering with nuclear entry of HIV-1 and HSV-1.

The recent advent of 3D in Electron Microscopy (EM) has allowed for detection of detailed sub-cellular nanometer resolution structures. While being a scientific breakthrough, this has also caused an explosion in dataset size, necessitating the development of automated workflows. Automated workflows typically benefit reproducibility and throughput compared to manual analysis. The risk of automation is that it ignores the expertise of the microscopy user that comes with manual analysis. To mitigate this risk, this paper presents a hybrid paradigm. We propose a ‘human-in-the-loop’ (HITL) approach that combines expert microscopy knowledge with the power of large-scale parallel computing to improve EM image quality through advanced image restoration algorithms. An interactive graphical user interface, publicly available as an ImageJ plugin, was developed to allow biologists to use our framework in an intuitive and user-friendly fashion. We show that this plugin improves visualization of EM ultrastructure and subsequent (semi-)automated segmentation and image analysis.

SUMMARY The ER is a complex network of sheets and tubules that is continuously being remodeled. The relevance of this membrane dynamics is underscored by the fact that mutations in Atlastins (ATL), the ER fusion proteins in mammals, cause neurodegeneration. How defects in this process disrupt neuronal homeostasis is largely unknown. Here we show by EM volume reconstruction of transfected cells, neurons and patient fibroblasts that the HSAN-causing ATL3 mutants promote aberrant ER tethering hallmarked by bundles of laterally attached ER tubules. In vitro , these mutants cause excessive liposome tethering, recapitulating the results in cells. Moreover, ATL3 variants retain their dimerization-dependent GTPase activity, but are unable to promote membrane fusion, suggesting a defect on an intermediate step of the ATL3 functional cycle. Our data therefore show that the effects of ATL3 mutations on ER network organization stretch beyond a loss of fusion, shedding a new light on neuropathies caused by atlastin defects.