ABSTRACT Adhesion G protein-coupled receptors (aGPCRs) are cell-surface proteins with large extracellular regions that bind to multiple ligands to regulate key biological functions including neurodevelopment and organogenesis. Modulating a single function of a specific aGPCR isoform while affecting no other function and no other receptor is not trivial. Here, we engineered an antibody, termed LK30, that binds to the extracellular region of the aGPCR ADGRL3, and specifically acts as an agonist for ADGRL3 but not for its isoform, ADGRL1. The LK30/ADGRL3 complex structure revealed that the LK30 binding site on ADGRL3 overlaps with the binding site for an ADGRL3 ligand – teneurin. In cellular-adhesion assays, LK30 specifically broke the trans-cellular interaction of ADGRL3 with teneurin, but not with another ADGRL3 ligand – FLRT3. Our work provides proof of concept for the modulation of isoform- and ligand-specific aGPCR functions using unique tools, and thus establishes a foundation for the development of fine-tuned aGPCR-targeted therapeutics.

ABSTRACT Adhesion G Protein-Coupled Receptors (aGPCRs) are key cell-adhesion molecules involved in numerous physiological functions. aGPCRs have large multi-domain extracellular regions (ECR) containing a conserved GAIN domain that precedes their seven-pass transmembrane domain (7TM). Ligand binding and mechanical force applied on the ECR regulate receptor function. However, how the ECR communicates with the 7TM remains elusive, because the relative orientation and dynamics of the ECR and 7TM within a holoreceptor is unclear. Here, we describe the cryo-EM reconstruction of an aGPCR, Latrophilin3/ADGRL3, and reveal that the GAIN domain adopts a parallel orientation to the membrane and has constrained movement. Single-molecule FRET experiments unveil three slow-exchanging FRET states of the ECR relative to the 7TM within the holoreceptor. GAIN-targeted antibodies, and cancer-associated mutations at the GAIN-7TM interface, alter FRET states, cryo-EM conformations, and receptor signaling. Altogether, this data demonstrates conformational and functional coupling between the ECR and 7TM, suggesting an ECR-mediated mechanism of aGPCR activation.

Abstract Choline is an essential nutrient that the human body needs in vast quantities for cell membrane synthesis, epigenetic modification, and neurotransmission. The brain has a particularly high demand for choline, but how it enters the brain has eluded the field for over fifty years. The MFS transporter FLVCR1 was recently determined to be a choline transporter, and while this protein is not highly expressed at the blood-brain barrier (BBB), its relative FLVCR2 is. Previous studies have shown that mutations in human Flvcr2 cause cerebral vascular abnormalities, hydrocephalus, and embryonic lethality, but the physiological role of FLVCR2 is unknown. Here, we demonstrate both in vivo and in vitro that FLVCR2 is a BBB choline transporter and is responsible for the majority of choline uptake into the brain. We also determine the structures of choline-bound FLVCR2 in the inward- and outward-facing states using cryo-electron microscopy to 2.49 and 2.77 Å resolution, respectively. These results reveal how the brain obtains choline and provide molecular-level insights into how FLVCR2 binds choline in an aromatic cage and mediates its uptake. Our work could provide a novel framework for the targeted delivery of neurotherapeutics into the brain.

ABSTRACT Hyaluronan (HA) is an essential component of the vertebrate extracellular matrix. It is a heteropolysaccharide of alternating N -acetylglucosamine (GlcNAc) and glucuronic acid (GlcA) units reaching several megadaltons in healthy tissues. HA is synthesized and secreted in a coupled reaction by HA-synthase (HAS). Here, structural snapshots of HAS provide important insights into HA biosynthesis, from substrate recognition to HA elongation and translocation. We reveal a loop insertion mechanism for substrate binding, monitor the extension of a GlcNAc primer with GlcA, and capture the opening of a secretion channel that coordinates a nascent HA polymer. Further, we identify HA-interacting residues that control HA product lengths. Integrating structural and biochemical analyses, we propose a mechanism for HA length control based on finely tuned enzymatic processivity and catalytic rates.

ABSTRACT The atomic-resolution structural information that X-ray crystallography can provide on the binding interface between a Fab and its cognate antigen is highly valuable for understanding the mechanism of interaction. However, many Fab:antigen complexes are recalcitrant to crystallisation, making the endeavour a significant effort with no guarantee of success. Consequently, there have been significant steps taken to increase the likelihood of Fab:antigen complex crystallisation by altering the Fab framework. In this investigation, we applied the surface entropy reduction strategy coupled with phage-display technology to identify a set of surface substitutions that improve the propensity of a human Fab framework to crystallise. In addition, we showed that combining these surface substitutions with previously reported Crystal Kappa and elbow substitutions results in a striking improvement in Fab and Fab:antigen complex crystallisability, revealing a synergistic relationship between these sets of substitutions. Through comprehensive Fab and Fab:antigen complex crystallisation screenings followed by structure determination and analysis, we defined the roles that each of these substitutions play in facilitating crystallisation and how they complement each other in the process.

SUMMARY Pathogenic bacteria, such as Pseudomonas aeruginosa , depend on scavenging heme for the acquisition of iron, an essential nutrient. The TonB-dependent transporter (TBDT) PhuR is the major heme uptake protein in P. aeruginosa clinical isolates. However, a comprehensive understanding of heme recognition and TBDT transport mechanisms, especially PhuR, remains limited. In this study, we employed single-particle cryogenic electron microscopy (cryo-EM) and a phage display-generated synthetic antibody (sAB) as a fiducial marker to enable the determination of a high-resolution (2.5 Å) structure of PhuR with a bound heme. Notably, the structure reveals iron coordination by Y529 on a conserved extracellular loop, shedding light on the role of tyrosine in heme binding. Biochemical assays and negative-stain EM demonstrated that the sAB specifically targets the heme-bound state of PhuR. These findings provide insights into PhuR’s heme binding and offer a template for developing conformation-specific sABs against outer membrane proteins (OMPs) for structure-function investigations.

Atypical chemokine receptor 3 (ACKR3, also known as CXCR7) is a scavenger receptor that regulates extracellular levels of the chemokine CXCL12 to maintain responsiveness of its partner, the G protein-coupled receptor (GPCR), CXCR4. ACKR3 is notable because it does not couple to G proteins and instead is completely biased towards arrestins. Our previous studies revealed that GRK2 and GRK5 install distinct distributions of phosphates (or "barcodes") on the ACKR3 carboxy terminal tail, but how these unique barcodes drive different cellular outcomes is not understood. It is also not known if arrestin2 (Arr2) and 3 (Arr3) bind to these barcodes in distinct ways. Here we report cryo-electron microscopy structures of Arr2 and Arr3 in complex with ACKR3 phosphorylated by either GRK2 or GRK5. Unexpectedly, the finger loops of Arr2 and 3 directly insert into the detergent/membrane instead of the transmembrane core of ACKR3, in contrast to previously reported "core" GPCR-arrestin complexes. The distance between the phosphorylation barcode and the receptor transmembrane core regulates the interaction mode of arrestin, alternating between a tighter complex for GRK5 sites and heterogenous primarily "tail only" complexes for GRK2 sites. Arr2 and 3 bind at different angles relative to the core of ACKR3, likely due to differences in membrane/micelle anchoring at their C-edge loops. Our structural investigations were facilitated by Fab7, a novel Fab that binds both Arr2 and 3 in their activated states irrespective of receptor or phosphorylation status, rendering it a potentially useful tool to aid structure determination of any native GPCR-arrestin complex. The structures provide unprecedented insight into how different phosphorylation barcodes and arrestin isoforms can globally affect the configuration of receptor-arrestin complexes. These differences may promote unique downstream intracellular interactions and cellular responses. Our structures also suggest that the 100% bias of ACKR3 for arrestins is driven by the ability of arrestins, but not G proteins, to bind GRK-phosphorylated ACKR3 even when excluded from the receptor cytoplasmic binding pocket.

ABSTRACT Strains of the Gram-positive bacterium Clostridium perfringens produce a two-domain enterotoxin (CpE) that afflict millions of humans and domesticated animals annually by causing prevalent gastrointestinal illnesses. CpE’s C-terminal domain (cCpE) binds cell surface receptors then its N-terminal domain restructures to form a membrane-penetrating β -barrel pore, which is toxic to epithelial cells of the gut. The claudin family of membrane proteins are the receptors for CpE, and also control the architecture and function of cell/cell contacts called tight junctions that create barriers to intercellular transport of solutes. CpE binding disables claudin and tight junction assembly and induces cytotoxicity via β -pore formation, disrupting gut homeostasis. Here, we aimed to develop probes of claudin/CpE assembly using a phage display library encoding synthetic antigen-binding fragments (sFabs) and discovered two that bound complexes between human claudin-4 and cCpE. We established each sFab’s unique modes of molecular recognition, their binding affinities and kinetics, and determined structures for each sFab bound to ~35 kDa claudin-4/cCpE in three-protein comprised complexes using cryogenic electron microscopy (cryoEM). The structures reveal a recognition epitope common to both sFabs but also that each sFab distinctly conforms to bind their antigen, which explain their unique binding equilibria. Mutagenesis of antigen/sFab interfaces observed therein result in further binding changes. Together, these findings validate the structures and uncover the mechanism of targeting claudin-4/cCpE complexes by these sFabs. Based on these structural insights we generate a model for CpE’s cytotoxic claudin-bound β -pore that predicted that these two sFabs would not prevent CpE cytotoxicity, which we verify in vivo with a cell-based assay. This work demonstrates the development and targeting mechanisms of sFabs against claudin/cCpE that enable rapid structural elucidation of these small membrane protein complexes using a cryoEM workflow. It further provides a structure-based framework and therapeutic strategies for utilizing these sFabs as molecular templates to target claudin/CpE assemblies, obstruct CpE cytotoxicity, and treat CpE-linked gastrointestinal diseases that cause substantial economic and quality of life losses throughout the world.

Cellular entry of the hepatitis B and D viruses (HBV/HDV) require binding of the viral surface polypeptide preS1 to the hepatobiliary transporter NTCP. This interaction can be blocked by bulevirtide (BLV, formerly Myrcludex B), a preS1 derivative and approved drug for treating HDV infection. To elucidate the basis of this inhibitory function, we determined a cryo-EM structure of BLV-bound human NTCP. BLV forms two domains, a plug lodged in the bile salt transport tunnel of NTCP and a string that covers the receptors extracellular surface. The N-terminally attached myristoyl group of BLV interacts with the lipid-exposed surface of NTCP. Our structure reveals how BLV inhibits bile salt transport, rationalizes NTCP mutations that decrease the risk of HBV/HDV infection, and provides a basis for understanding the host specificity of HBV/HDV. Our results provide opportunities for structure-guided development of inhibitors that target HBV/HDV docking to NTCP.