Abstract The induction of CD11b+Gr-1+ myeloid-derived suppressor cells (MDSCs) is an important immune-evading mechanism used by tumors. However, the exact nature and function of MDSCs remain elusive, especially because they constitute a heterogeneous population that has not yet been clearly defined. Here, we identified 2 distinct MDSC subfractions with clear morphologic, molecular, and functional differences. These fractions consisted of either mononuclear cells (MO-MDSCs), resembling inflammatory monocytes, or low-density polymorphonuclear cells (PMN-MDSCs), akin to immature neutrophils. Interestingly, both MO-MDSCs and PMN-MDSCs suppressed antigen-specific T-cell responses, albeit using distinct effector molecules and signaling pathways. Blocking IFN-γ or disrupting STAT1 partially impaired suppression by MO-MDSCs, for which nitric oxide (NO) was one of the mediators. In contrast, while IFN-γ was strictly required for the suppressor function of PMN-MDSCs, this did not rely on STAT1 signaling or NO production. Finally, MO-MDSCs were shown to be potential precursors of highly antiproliferative NO-producing mature macrophages. However, distinct tumors differentially regulated this inherent MO-MDSC differentiation program, indicating that this phenomenon was tumor driven. Overall, our data refine tumor-induced MDSC functions by uncovering mechanistically distinct MDSC subpopulations, potentially relevant for MDSC-targeted therapies.

Tumor-associated macrophages (TAM) form a major component of the tumor stroma. However, important concepts such as TAM heterogeneity and the nature of the monocytic TAM precursors remain speculative. Here, we show for the first time that mouse mammary tumors contained functionally distinct subsets of TAMs and provide markers for their identification. Furthermore, in search of the TAM progenitors, we show that the tumor-monocyte pool almost exclusively consisted of Ly6C(hi)CX(3)CR1(low) monocytes, which continuously seeded tumors and renewed all nonproliferating TAM subsets. Interestingly, gene and protein profiling indicated that distinct TAM populations differed at the molecular level and could be classified based on the classic (M1) versus alternative (M2) macrophage activation paradigm. Importantly, the more M2-like TAMs were enriched in hypoxic tumor areas, had a superior proangiogenic activity in vivo, and increased in numbers as tumors progressed. Finally, it was shown that the TAM subsets were poor antigen presenters, but could suppress T-cell activation, albeit by using different suppressive mechanisms. Together, our data help to unravel the complexities of the tumor-infiltrating myeloid cell compartment and provide a rationale for targeting specialized TAM subsets, thereby optimally "re-educating" the TAM compartment.

Summary

 Macrophages are innate immune cells that adopt diverse activation states in response to their microenvironment. Editing macrophage activation to dampen inflammatory diseases by promoting the repolarization of inflammatory (M1) macrophages to anti-inflammatory (M2) macrophages is of high interest. Here, we find that mouse and human M1 macrophages fail to convert into M2 cells upon IL-4 exposure in vitro and in vivo. In sharp contrast, M2 macrophages are more plastic and readily repolarized into an inflammatory M1 state. We identify M1-associated inhibition of mitochondrial oxidative phosphorylation as the factor responsible for preventing M1→M2 repolarization. Inhibiting nitric oxide production, a key effector molecule in M1 cells, dampens the decline in mitochondrial function to improve metabolic and phenotypic reprogramming to M2 macrophages. Thus, inflammatory macrophage activation blunts oxidative phosphorylation, thereby preventing repolarization. Therapeutically restoring mitochondrial function might be useful to improve the reprogramming of inflammatory macrophages into anti-inflammatory cells to control disease.

Background: Elevated lipoprotein(a) [Lp(a)] is a prevalent, independent cardiovascular risk factor, but the underlying mechanisms responsible for its pathogenicity are poorly defined. Because Lp(a) is the prominent carrier of proinflammatory oxidized phospholipids (OxPLs), part of its atherothrombosis might be mediated through this pathway. Methods: In vivo imaging techniques including magnetic resonance imaging, 18 F-fluorodeoxyglucose uptake positron emission tomography/computed tomography and single-photon emission computed tomography/computed tomography were used to measure subsequently atherosclerotic burden, arterial wall inflammation, and monocyte trafficking to the arterial wall. Ex vivo analysis of monocytes was performed with fluorescence-activated cell sorter analysis, inflammatory stimulation assays, and transendothelial migration assays. In vitro studies of the pathophysiology of Lp(a) on monocytes were performed with an in vitro model for trained immunity. Results: We show that subjects with elevated Lp(a) (108 mg/dL [50–195 mg/dL]; n=30) have increased arterial inflammation and enhanced peripheral blood mononuclear cells trafficking to the arterial wall compared with subjects with normal Lp(a) (7 mg/dL [2–28 mg/dL]; n=30). In addition, monocytes isolated from subjects with elevated Lp(a) remain in a long-lasting primed state, as evidenced by an increased capacity to transmigrate and produce proinflammatory cytokines on stimulation (n=15). In vitro studies show that Lp(a) contains OxPL and augments the proinflammatory response in monocytes derived from healthy control subjects (n=6). This effect was markedly attenuated by inactivating OxPL on Lp(a) or removing OxPL on apolipoprotein(a). Conclusions: These findings demonstrate that Lp(a) induces monocyte trafficking to the arterial wall and mediates proinflammatory responses through its OxPL content. These findings provide a novel mechanism by which Lp(a) mediates cardiovascular disease. Clinical Trial Registration: URL: http://www.trialregister.nl . Unique identifier: NTR5006 (VIPER Study).

Specific metabolic pathways are increasingly being recognized as critical hallmarks of macrophage subsets. While LPS-induced classically activated M1 or M(LPS) macrophages are pro-inflammatory, IL-4 induces alternative macrophage activation and these so-called M2 or M(IL-4) support resolution of inflammation and wound healing. Recent evidence shows the crucial role of metabolic reprogramming in the regulation of M1 and M2 macrophage polarization. In this manuscript, an extracellular flux analyzer is applied to assess the metabolic characteristics of naive, M1 and M2 polarized mouse bone marrow-derived macrophages. This instrument uses pH and oxygen sensors to measure the extracellular acidification rate (ECAR) and oxygen consumption rate (OCR), which can be related to glycolytic and mitochondrial oxidative metabolism. As such, both glycolysis and mitochondrial oxidative metabolism can be measured in real-time in one single assay. Using this technique, we demonstrate here that inflammatory M1 macrophages display enhanced glycolytic metabolism and reduced mitochondrial activity. Conversely, anti-inflammatory M2 macrophages show high mitochondrial oxidative phosphorylation (OXPHOS) and are characterized by an enhanced spare respiratory capacity (SRC). The presented functional assay serves as a framework to investigate how particular cytokines, pharmacological compounds, gene knock outs or other interventions affect the macrophage's metabolic phenotype and inflammatory status.

Abstract Motivation Extracellular Flux (XF) analysis has been a key technique in immunometabolism research, measuring cellular oxygen consumption rate (OCR) and extracellular acidification rate (ECAR) to determine immune cell metabolic profiles. However, XF analysis has several limitations, including the need for purified adherent cells, relatively high cell numbers, and specialized equipment. Recently, a novel flow cytometry-based technique called SCENITH (Single Cell Energetic metabolism by profiling Translation inhibition) was introduced, which measures the inhibition of cellular protein synthesis as a proxy for metabolic activity in single cells. A limitation of this technique is its reliance on fluorescent staining of intracellular puromycin, a toxic antibiotic. To address this, we propose an alternative approach using biorthogonal noncanonical amino acid tagging (BONCAT) to measure protein synthesis. Summary The field of immunometabolism has revealed that cellular energy metabolism significantly contributes to immune cell function. Disturbances in immune cell metabolism have been associated with various diseases, including obesity, atherosclerosis, and cancer. To further advance immunometabolic research, developing novel methods to study the metabolism of immune cells in complex samples is essential. Here, we introduce CENCAT (Cellular Energetics through Non-Canonical Amino acid Tagging). This technique utilizes click-labeling of alkyne-bearing non-canonical amino acids (ncAAs) to measure protein synthesis inhibition as a proxy of metabolic activity. CENCAT successfully reproduced known metabolic signatures of immune cell activation. Specifically, LPS/IFNγ-induced classical activation increased glycolytic capacity, and IL-4-induced alternative activation enhanced mitochondrial dependence in human primary macrophages. The assay’s applicability was further explored in more complex samples, including peripheral blood mononuclear cells (PBMCs) from healthy volunteers, which revealed diverse metabolic rewiring in immune cell subsets upon stimulation with different activators. Finally, CENCAT was used to analyze the cellular metabolism of murine tissue-resident immune cells from various organs. Principal component analysis (PCA) revealed tissue-specific clustering based on metabolic profiles, likely driven by microenvironmental priming of tissue-resident immune cells. In conclusion, CENCAT offers valuable insights into immune cell metabolic responses and presents a powerful platform for studying immune cell metabolism in complex samples and tissue-resident immune populations in both human and murine studies.

The 1st European Immunometabolism Conference was organized by the European Immunometabolism Network (EIMN) in Køge near Copenhagen, Denmark from June 26 to June 28, 2024. This conference and network aims to serve as a platform for presenting and discussing the latest and most significant advances in European immunometabolism research. Our vision includes promoting collaboration, training, networking opportunities, and diversity in science, especially for early career and upcoming scientists. Here, we summarize the immunometabolism-related work that was presented during the meeting by members of the network, selected early career researchers, session speakers, and keynote speakers. Additionally, we provide an overview of the discussion points from the round table session and conclude with future aims and planned initiatives of the EIMN.