How tissue shape emerges from the collective mechanical properties and behavior of individual cells is not understood. We combine experiment and theory to study this problem in the developing wing epithelium of Drosophila. At pupal stages, the wing-hinge contraction contributes to anisotropic tissue flows that reshape the wing blade. Here, we quantitatively account for this wing-blade shape change on the basis of cell divisions, cell rearrangements and cell shape changes. We show that cells both generate and respond to epithelial stresses during this process, and that the nature of this interplay specifies the pattern of junctional network remodeling that changes wing shape. We show that patterned constraints exerted on the tissue by the extracellular matrix are key to force the tissue into the right shape. We present a continuum mechanical model that quantitatively describes the relationship between epithelial stresses and cell dynamics, and how their interplay reshapes the wing.

Abstract Tissue flow during morphogenesis is commonly driven by local constriction of cell cortices, which is caused by activation of actomyosin contractility. This can lead to long-range flows due to tissue viscosity. However, in the absence of cell-intrinsic polarized forces or polarity in forces external to the tissue, these flows must be symmetric and centered around the region of contraction. Polarized tissue flows have been previously demonstrated to arise from the coupling of such contractile flows to points of increased friction or adhesion to external structures. However, we show with experiments and modeling that the onset of polarized tissue flow in early Drosophila morphogenesis occurs independent of adhesion and is instead driven by a geometric coupling of apical actomyosin contractility to tissue curvature. Particularly, the onset of polarized flow is driven by a mismatch between the position of apical myosin activation and the position of peak curvature at the posterior pole of the embryo. Our work demonstrates how genetic and geometric information inherited from the mother interact to create polarized flow during embryo morphogenesis.

During early development of multi-cellular animals, cells self-organize to set up the body axes, such as the primary head-to-tail axis, based on which the later body plan is defined. Several signaling pathways are known to control body axis formation. Here, we show, however, that tissue mechanics plays an important role during this process. We focus on the emergence of a primary axis in initially spherical aggregates of mouse embryonic stem cells, which mirrors events in the early mouse embryo. These aggregates break rotational symmetry to establish an axial organization with domains of different expression profiles, e.g. of the transcription factor T/Bra and the adhesion molecule E-cadherin. Combining quantitative microscopy and physical modeling, we identify largescale tissue flows with a recirculation component and demonstrate that they significantly contribute to symmetry breaking. We show that the recirculating flows are explained by a difference in tissue surface tension across domains, akin to Marangoni flows, which we further confirm by aggregate fusion experiments. Our work highlights that body axis formation is not only driven by biochemical processes, but that it can also be amplified by tissue flows. We expect this type of amplification to operate in many other organoid and in-vivo systems.

Within developing embryos, tissues flow and reorganize dramatically on timescales as short as minutes. This includes epithelial tissues, which often narrow and elongate in convergent extension movements due to anisotropies in external forces or in internal cell-generated forces. However, the mechanisms that allow or prevent tissue reorganization, especially in the presence of strongly anisotropic forces, remain unclear. We study this question in the converging and extending Drosophila germband epithelium, which displays planar polarized myosin II and experiences anisotropic forces from neighboring tissues, and we show that in contrast to isotropic tissues, cell shape alone is not sufficient to predict the onset of rapid cell rearrangement. From theoretical considerations and vertex model simulations, we predict that in anisotropic tissues two experimentally accessible metrics of cell patterns, the cell shape index and a cell alignment index, are required to determine whether an anisotropic tissue is in a solid-like or fluid-like state. We show that changes in cell shape and alignment over time in the Drosophila germband indicate a solid-to-fluid transition that corresponds to the onset of cell rearrangement and convergent extension in wild-type embryos and are also consistent with more solid-like behavior in bnt mutant embryos. Thus, the onset of cell rearrangement in the germband can be predicted by a combination of cell shape and alignment. These findings suggest that convergent extension is associated with a transition to more fluid-like tissue behavior, which may help accommodate tissue shape changes during rapid developmental events.

How epithelial cell behaviors are coordinately regulated to sculpt tissue architecture is a fundamental question in biology. Kupffer’s vesicle (KV), a transient organ with a fluid-filled lumen, provides a simple system to investigate the interplay between intrinsic cellular mechanisms and external forces during epithelial morphogenesis. Using 3-dimensional (3D) analyses of single cells we identify asymmetric cell volume changes along the anteroposterior axis of KV that coincide with asymmetric cell shape changes. Blocking ion flux prevents these cell volume changes and cell shape changes. Vertex simulations suggest cell shape changes do not depend on lumen expansion. Consistent with this prediction, asymmetric changes in KV cell volume and shape occur normally when KV lumen growth fails due to leaky cell adhesions. These results indicate ion flux mediates asymmetric cell volume changes that contribute to asymmetric cell shape changes in KV, and that these changes in epithelial morphology are separable from lumen-generated forces.

Abstract The spatial arrangement of tissues during development establishes regions of tissue-tissue interactions. While such interactions are prominent during gastrulation and organogenesis, how they guide morphogenesis remains unclear. Here, using Xenopus animal cap explants, we show that the coupling between epithelial and mesenchymal tissues is instrumental in robust axis elongation. We find that mesenchymal and epithelial tissues drive elongation hierarchically - the epithelium can elongate independently, while the mesenchyme requires the initial presence of the epithelium. The epithelial-mesenchymal boundary defines the direction of cell shape alignment and the axis of tissue elongation. Prior to explant elongation, epithelial cells align and elongate, a process that propagates into the underlying mesenchyme. These findings reveal how tissue boundaries can organize coherent axis elongation without external patterning cues, providing insights into the self-organization principles that guide embryonic morphogenesis.