The erbB/HER family of transmembrane receptor tyrosine kinases (RTKs) mediate cellular responses to epidermal growth factor (EGF) and related ligands. We have imaged the early stages of RTK-dependent signaling in living cells using: (i) stable expression of erbB1/2/3 fused with visible fluorescent proteins (VFPs), (ii) fluorescent quantum dots (QDs) bearing epidermal growth factor (EGF-QD) and (iii) continuous confocal laser scanning microscopy and flow cytometry. Here we demonstrate that EGF-QDs are highly specific and potent in the binding and activation of the EGF receptor (erbB1), being rapidly internalized into endosomes that exhibit active trafficking and extensive fusion. EGF-QDs bound to erbB1 expressed on filopodia revealed a previously unreported mechanism of retrograde transport to the cell body. When erbB2-monomeric yellow fluorescent protein (mYFP) or erbB3-monomeric Citrine (mCitrine) were coexpressed with erbB1, the rates and extent of endocytosis of EGF-QD and the RTK-VFP demonstrated that erbB2 but not erbB3 heterodimerizes with erbB1 after EGF stimulation, thereby modulating EGF-induced signaling. QD-ligands will find widespread use in basic research and biotechnological developments.

High spatial frequencies in the illuminating light of microscopes lead to a shift of the object spatial frequencies detectable through the objective lens. If a suitable procedure is found for evaluation of the measured data, a microscopic image with a higher resolution than under flat illumination can be obtained. A simple method for generation of a laterally modulated illumination pattern is discussed here. A specially constructed diffraction grating was inserted in the illumination beam path at the conjugate object plane (position of the adjustable aperture) and projected through the objective into the object. Microscopic beads were imaged with this method and evaluated with an algorithm based on the structure of the Fourier space. The results indicate an improvement of resolution.

The resolution of optical microscopy is limited by the numerical aperture and the wavelength of light. Many strategies for improving resolution such as 4Pi and I5M have focused on an increase of the numerical aperture. Other approaches have based resolution improvement in fluorescence microscopy on the establishment of a nonlinear relationship between local excitation light intensity in the sample and in the emitted light. However, despite their innovative character, current techniques such as stimulated emission depletion (STED) and ground-state depletion (GSD) microscopy require complex optical configurations and instrumentation to narrow the point-spread function. We develop the theory of nonlinear patterned excitation microscopy for achieving a substantial improvement in resolution by deliberate saturation of the fluorophore excited state. The postacquisition manipulation of the acquired data is computationally more complex than in STED or GSD, but the experimental requirements are simple. Simulations comparing saturated patterned excitation microscopy with linear patterned excitation microscopy (also referred to in the literature as structured illumination or harmonic excitation light microscopy) and ordinary widefield microscopy are presented and discussed. The effects of photon noise are included in the simulations.

Bayesian analysis of fluorophore blinking and bleaching in image data collected from simple xenon arc lamp illumination and high-speed wide-field imaging of standard fluorescent proteins allows localization microscopy in living cells with a 50 nm spatial and a 4 s temporal resolution. We describe a localization microscopy analysis method that is able to extract results in live cells using standard fluorescent proteins and xenon arc lamp illumination. Our Bayesian analysis of the blinking and bleaching (3B analysis) method models the entire dataset simultaneously as being generated by a number of fluorophores that may or may not be emitting light at any given time. The resulting technique allows many overlapping fluorophores in each frame and unifies the analysis of the localization from blinking and bleaching events. By modeling the entire dataset, we were able to use each reappearance of a fluorophore to improve the localization accuracy. The high performance of this technique allowed us to reveal the nanoscale dynamics of podosome formation and dissociation throughout an entire cell with a resolution of 50 nm on a 4-s timescale.

mRNP remodeling events required for the transition of an mRNA from active translation to degradation are currently poorly understood. We identified protein factors potentially involved in this transition, which are present in mammalian P bodies, cytoplasmic foci enriched in 5′ → 3′ mRNA degrading enzymes. We demonstrate that human P bodies contain the cap-binding protein eIF4E and the related factor eIF4E-transporter (eIF4E-T), suggesting novel roles for these proteins in targeting mRNAs for 5′ → 3′ degradation. Furthermore, fluorescence resonance energy transfer (FRET) studies indicate that eIF4E interacts with eIF4E-T and the putative DEAD box helicase rck/p54 in the P bodies in vivo. RNAi-mediated knockdowns revealed that a subset of P body factors, including eIF4E-T, LSm1, rck/p54, and Ccr4 are required for the accumulation of each other and eIF4E in P bodies. In addition, treatment of HeLa cells with cycloheximide, which inhibits translation, revealed that mRNA is also required for accumulation of mRNA degradation factors in P bodies. In contrast, knockdown of the decapping enzyme Dcp2, which initiates the actual 5′ → 3′ mRNA degradation did not abolish P body formation, indicating it first functions after mRNPs have been targeted to these cytoplasmic foci. These data support a model in which mRNPs undergo several successive steps of remodeling and/or 3′ trimming until their composition or structural organization promotes their accumulation in P bodies.

In microscopy, single fluorescence point sources can be localized with a precision several times greater than the resolution limit of the microscope. We show that the intermittent fluorescence or 'blinking' of quantum dots can analyzed by an Independent Component Analysis so as to identify the light emitted by each individual nanoparticle, localize it precisely, and thereby resolve groups of closely spaced (< lambda / 30) quantum dots. Both simulated and experimental data demonstrate that this technique is superior to localization based on Maximum Likelihood Estimation of the sum image under the assumption of point emitters. This technique has general application to any emitter with non-Gaussian temporal intensity distribution, including triplet state blinking. When applied to the labeling of structures, a high resolution "image" consisting of individually localized points may be reconstructed leading to the term "Pointillism".

The resolution of an optical microscope is fundamentally limited by diffraction. In a conventional wide-field fluorescence microscope, the resolution limit is at best 200 nm. However, modern superresolution methods can bypass this limit. Pointillistic imaging techniques like PALM (photoactivated localization microscopy) and STORM (stochastic optical reconstruction microscopy) do so by precisely localizing each individual molecule in a sample. In contrast, STED uses the stimulated emission process driven to saturation to dramatically reduce the size of the region in the sample that is capable of spontaneously emitting fluorescence. Structured illumination microscopy (SIM) illuminates the sample with a pattern, typically the image of a grating. This computationally removes the out-of-focus blur, a method known as optical sectioning SIM. Furthermore, frequency mixing of the illumination pattern with the sample caused by the moiré effect results in a downmodulation of fine sample detail into the frequency-support region of the detection optical transfer function. High-resolution SIM achieves typically a twofold lateral resolution enhancement. This is further improved by exploiting a nonlinear sample response to the illumination light in SIM. Recent developments of the method allow fast, multicolor, and three-dimensional high-resolution live-cell imaging.

Abstract Super-resolution microscopy allows for stunning images with a resolution well beyond the optical diffraction limit, but the imaging techniques are demanding in terms of instrumentation and software. Using scientific-grade cameras, solid-state lasers and top-shelf microscopy objective lenses drives the price and complexity of the system, limiting its use to well-funded institutions. However, by harnessing recent developments in CMOS image sensor technology and low-cost illumination strategies, super-resolution microscopy can be made available to the mass-markets for a fraction of the price. Here, we present a 3D printed, self-contained super-resolution microscope with a price tag below 1000 $ including the objective and a cellphone. The system relies on a cellphone to both acquire and process images as well as control the hardware, and a photonic-chip enabled illumination. The system exhibits 100 nm optical resolution using single-molecule localization microscopy and can provide live super-resolution imaging using light intensity fluctuation methods. Furthermore, due to its compactness, we demonstrate its potential use inside bench-top incubators and high biological safety level environments imaging SARS-CoV-2 viroids. By the development of low-cost instrumentation and by sharing the designs and manuals, the stage for democratizing super-resolution imaging is set.

Abstract State-of-the-art microscopy techniques enable the imaging of sub-diffraction barrier biological structures at the price of high-costs or lacking transparency. We try to reduce some of these barriers by presenting a super-resolution upgrade to our recently presented open-source optical toolbox UC2. Our new injection moulded parts allow larger builds with higher precision. The 4× lower manufacturing tolerance compared to 3D printing makes assemblies more reproducible. By adding consumer-grade available open-source hardware such as digital mirror devices (DMD) and laser projectors we demonstrate a compact 3D multimodal setup that combines image scanning microscopy (ISM) and structured illumination microscopy (SIM). We demonstrate a gain in resolution and optical sectioning using the two different modes compared to the widefield limit by imaging Alexa Fluor 647- and SiR-stained HeLa cells. We compare different objective lenses and by sharing the designs and manuals of our setup, we make super-resolution imaging available to everyone.