Parkinson’s disease is a pervasive, ageing-related neurodegenerative disease the cardinal motor symptoms of which reflect the loss of a small group of neurons, the dopaminergic neurons in the substantia nigra pars compacta1 (SNc). Mitochondrial oxidant stress is widely viewed as being responsible for this loss2, but why these particular neurons should be stressed is a mystery. Here we show, using transgenic mice that expressed a redox-sensitive variant of green fluorescent protein targeted to the mitochondrial matrix, that the engagement of plasma membrane L-type calcium channels during normal autonomous pacemaking created an oxidant stress that was specific to vulnerable SNc dopaminergic neurons. The oxidant stress engaged defences that induced transient, mild mitochondrial depolarization or uncoupling. The mild uncoupling was not affected by deletion of cyclophilin D, which is a component of the permeability transition pore, but was attenuated by genipin and purine nucleotides, which are antagonists of cloned uncoupling proteins. Knocking out DJ-1 (also known as PARK7 in humans and Park7 in mice), which is a gene associated with an early-onset form of Parkinson’s disease, downregulated the expression of two uncoupling proteins (UCP4 (SLC25A27) and UCP5 (SLC25A14)), compromised calcium-induced uncoupling and increased oxidation of matrix proteins specifically in SNc dopaminergic neurons. Because drugs approved for human use can antagonize calcium entry through L-type channels, these results point to a novel neuroprotective strategy for both idiopathic and familial forms of Parkinson’s disease.

A major challenge for fluorescence imaging of living mammalian cells is maintaining viability following prolonged exposure to excitation illumination. We have monitored the dynamics of mitochondrial distribution in hamster embryos at frequent intervals over 24 h using two-photon microscopy (1,047 nm) while maintaining blastocyst, and even fetal, developmental competence. In contrast, confocal imaging for only 8 h inhibits development, even without fluorophore excitation. Photo-induced production of H2O2 may account, in part, for this inhibition. Thus, two-photon microscopy, but not confocal microscopy, has permitted long-term fluorescence observations of the dynamics of three-dimensional cytoarchitecture in highly photosensitive specimens such as mammalian embryos.

Pathological accumulation of aggregated α-synuclein (aSYN) is a common feature of Parkinson's disease (PD). However, the mechanisms by which intracellular aSYN pathology contributes to dysfunction and degeneration of neurons in the brain are still unclear. A potentially relevant target of aSYN is the mitochondrion. To test this hypothesis, genetic and physiological methods were used to monitor mitochondrial function in substantia nigra pars compacta (SNc) dopaminergic and pedunculopontine nucleus (PPN) cholinergic neurons after stereotaxic injection of aSYN pre-formed fibrils (PFFs) into the mouse brain.aSYN PPFs were stereotaxically injected into the SNc or PPN of mice. Twelve weeks later, mice were studied using a combination of approaches, including immunocytochemical analysis, cell- type specific transcriptomic profiling, electron microscopy, electrophysiology and two-photon-laser- scanning microscopy of genetically encoded sensors for bioenergetic and redox status.In addition to inducing a significant neuronal loss, SNc injection of PFFs induced the formation of intracellular, phosphorylated aSYN aggregates selectively in dopaminergic neurons. In these neurons, PFF-exposure decreased mitochondrial gene expression, reduced the number of mitochondria, increased oxidant stress, and profoundly disrupted mitochondrial adenosine triphosphate production. Consistent with an aSYN-induced bioenergetic deficit, the autonomous spiking of dopaminergic neurons slowed or stopped. PFFs also up-regulated lysosomal gene expression and increased lysosomal abundance, leading to the formation of Lewy-like inclusions. Similar changes were observed in PPN cholinergic neurons following aSYN PFF exposure.Taken together, our findings suggest that disruption of mitochondrial function, and the subsequent bioenergetic deficit, is a proximal step in the cascade of events induced by aSYN pathology leading to dysfunction and degeneration of neurons at-risk in PD.

Abstract Synaptic transmission mediated by GABA A receptors (GABA A Rs) in adult, principal striatal spiny projection neurons (SPNs) can suppress ongoing spiking, but its effect on synaptic integration at sub-threshold membrane potentials is less well characterized, particularly those near the resting down-state. To fill this gap, a combination of molecular, optogenetic, optical and electrophysiological approaches were used to study SPNs in mouse ex vivo brain slices, and computational tools were used to model somatodendritic synaptic integration. Activation of GABA A Rs, either by uncaging of GABA or by optogenetic stimulation of GABAergic synapses, evoked currents with a reversal potential near -60 mV in perforated patch recordings from both juvenile and adult SPNs. Molecular profiling of SPNs suggested that this relatively positive reversal potential was not attributable to NKCC1 expression, but rather to a dynamic equilibrium between KCC2 and Cl-/HCO3-cotransporters. Regardless, from down-state potentials, optogenetic activation of dendritic GABAergic synapses depolarized SPNs. This GABAAR-mediated depolarization summed with trailing ionotropic glutamate receptor (iGluR) stimulation, promoting dendritic spikes and increasing somatic depolarization. Simulations revealed that a diffuse dendritic GABAergic input to SPNs effectively enhanced the response to coincident glutamatergic input. Taken together, our results demonstrate that GABA A Rs can work in concert with iGluRs to excite adult SPNs when they are in the resting down-state, suggesting that their inhibitory role is limited to brief periods near spike threshold. This state-dependence calls for a reformulation of the role intrastriatal GABAergic circuits.

Photoactivatable ('caged') pharmacological agents have revolutionized neuroscience but the palette of available ligands is limited. We describe a general method for caging tertiary amines using an unconventional quaternary ammonium linkage that is chemically stable and elicits a desirable red-shift in activation wavelength. A photoactivatable nicotine (PA-Nic) prepared using this strategy could be uncaged via 1- or 2-photon excitation, making it useful for optopharmacology experiments to study nicotinic acetylcholine receptors (nAChRs) in different experimental preparations and spatiotemporal scales.

Ventral tegmental area (VTA) glutamate neurons are important components of brain reward circuitry, but whether they are subject to cholinergic modulation is unknown. To study this, we used an array of molecular, physiological, and photostimulation techniques to examine nicotinic acetylcholine receptors (nAChRs) in VTA glutamate neurons. VTA neurons positive for the vesicular glutamate transporter 2 (VGLUT2+) are responsive to acetylcholine (ACh) released from mesopontine cholinergic axons. VTA VGLUT2+ neurons express mRNA and protein subunits known to comprise typical heteromeric nAChRs. Electrophysiology, coupled with 2-photon microscopy and laser flash photolysis of a photoactivatable nicotine probe, was used to demonstrate nAChR functional activity in the somatodendritic subcellular compartment of VTA VGLUT2+ neurons. Finally, optogenetic isolation of intrinsic VTA glutamatergic microcircuits demonstrated that nicotine potently modulates excitatory transmission within the VTA. These results indicate that VTA glutamate neurons are modulated by cholinergic mechanisms and participate in the cascade of physiological responses to nicotine exposure.

Abstract The psychomotor symptoms of Huntington’s disease (HD) are linked to degeneration of the basal ganglia indirect pathway. To determine how this pathway is perturbed prior to cell loss, optogenetic- and reporter-guided electrophysiological interrogation approaches were applied to early symptomatic 6-month-old Q175 HD mice. Although cortical activity was unaffected, indirect pathway striatal projection neurons were hypoactive in vivo , consistent with reduced cortical input strength and dendritic excitability. Downstream parvalbumin-expressing prototypic external globus pallidus (GPe) neurons were hyperactive in vivo and exhibited elevated autonomous firing ex vivo . Optogenetic inhibition of prototypic GPe neurons ameliorated the abnormal hypoactivity of postsynaptic subthalamic nucleus (STN) and putative arkypallidal neurons in vivo . In contrast to STN neurons, autonomous arkypallidal activity was unimpaired ex vivo . Together with previous studies, these findings demonstrate that basal ganglia indirect pathway neurons are highly dysregulated in Q175 mice through changes in presynaptic activity and/or intrinsic properties 6-12 months before cell loss.

Excessive, synaptically-driven synchronization of subthalamic nucleus (STN) neurons is widely thought to contribute to akinesia, bradykinesia, and rigidity in Parkinson's disease (PD). Electrophysiological, optogenetic, chemogenetic, genetic, 2-photon imaging, and pharmacological approaches revealed that the autonomous activity of STN neurons, which opposes synaptic synchronization, was downregulated in both toxin and genetic mouse models of PD. Loss of autonomous spiking was due to increased transmission of D2-striatal projection neurons, leading in the STN to elevated activation of NMDA receptors and generation of reactive oxygen species that promoted KATP channel opening. Chemogenetic restoration of autonomous firing in STN neurons reduced synaptic patterning and ameliorated Parkinsonian motor dysfunction, arguing that increasing autonomous STN activity is an effective therapeutic intervention in PD.