Over the past decade, 3C-related methods have provided remarkable insights into chromosome folding in vivo. To overcome the limited resolution of prior studies, we extend a recently developed Hi-C variant, Micro-C, to map chromosome architecture at nucleosome resolution in human ESCs and fibroblasts. Micro-C robustly captures known features of chromosome folding including compartment organization, topologically associating domains, and interactions between CTCF binding sites. In addition, Micro-C provides a detailed map of nucleosome positions and localizes contact domain boundaries with nucleosomal precision. Compared to Hi-C, Micro-C exhibits an order of magnitude greater dynamic range, allowing the identification of ∼20,000 additional loops in each cell type. Many newly identified peaks are localized along extrusion stripes and form transitive grids, consistent with their anchors being pause sites impeding cohesin-dependent loop extrusion. Our analyses comprise the highest-resolution maps of chromosome folding in human cells to date, providing a valuable resource for studies of chromosome organization.

Abstract Chromosome conformation capture (3C)-based assays are used to map chromatin interactions genome-wide. Quantitative analyses of chromatin interaction maps can lead to insights into the spatial organization of chromosomes and the mechanisms by which they fold. A number of protocols such as in situ Hi-C and Micro-C are now widely used and these differ in key experimental parameters including cross-linking chemistry and chromatin fragmentation strategy. To understand how the choice of experimental protocol determines the ability to detect and quantify aspects of chromosome folding we have performed a systematic evaluation of experimental parameters of 3C-based protocols. We find that different protocols capture different 3D genome features with different efficiencies. First, the use of cross-linkers such as DSG in addition to formaldehyde improves signal-to-noise allowing detection of thousands of additional loops and strengthens the compartment signal. Second, fragmenting chromatin to the level of nucleosomes using MNase allows detection of more loops. On the other hand, protocols that generate larger multi-kb fragments produce stronger compartmentalization signals. We confirmed our results for multiple cell types and cell cycle stages. We find that cell type-specific quantitative differences in chromosome folding are not detected or underestimated by some protocols. Based on these insights we developed Hi-C 3.0, a single protocol that can be used to both efficiently detect chromatin loops and to quantify compartmentalization. Finally, this study produced ultra-deeply sequenced reference interaction maps using conventional Hi-C, Micro-C and Hi-C 3.0 for commonly used cell lines in the 4D Nucleome Project.

Abstract How enhancers control target gene expression over long genomic distances remains an important unsolved problem. Here we studied enhancer-promoter contact architecture and communication by integrating data from nucleosome-resolution genomic contact maps, nascent transcription, and perturbations to transcription-associated proteins and thousands of candidate enhancers. Contact frequency between functionally validated enhancer-promoter pairs was most enriched near the +1 and +2 nucleosomes at enhancers and target promoters, indicating that functional enhancer-promoter pairs spend time in close physical proximity. Blocking RNA polymerase II (Pol II) caused major disruptions to enhancer-promoter contacts. Paused Pol II occupancy and the enzymatic activity of poly (ADP-ribose) polymerase 1 (PARP1) stabilized enhancer-promoter contacts. Based on our findings, we propose an updated model that couples transcriptional dynamics and enhancer-promoter communication.

The fundamental molecular determinants by which ATP-dependent chromatin remodelers organize nucleosomes across eukaryotic genomes remain largely elusive. Here, chromatin reconstitutions on physiological, whole-genome templates reveal how remodelers read and translate genomic information into nucleosome positions. Using the yeast genome and the multi-subunit INO80 remodeler as a paradigm, we identify DNA shape/mechanics encoded signature motifs as sufficient for nucleosome positioning and distinct from known DNA sequence preferences of histones. INO80 processes such information through an allosteric interplay between its core- and Arp8-modules that probes mechanical properties of nucleosomal and linker DNA. At promoters, INO80 integrates this readout of DNA shape/mechanics with a readout of co-evolved sequence motifs via interaction with general regulatory factors bound to these motifs. Our findings establish a molecular mechanism for robust and yet adjustable +1 nucleosome positioning and, more generally, remodelers as information processing hubs that enable active organization and allosteric regulation of the first level of chromatin.

Abstract Upon DNA breakage, a genomic locus undergoes alterations in 3-D chromatin architecture to facilitate signaling and repair. While cells possess mechanisms to repair damaged DNA, it is unknown whether the surrounding chromatin is restored to its naïve state. We show that a single DNA double-strand break (DSB) within a topologically-associated domain (TAD) harboring conformation-sensitive genes causes lasting chromatin alterations, which persist after completion of DNA repair and feature structural changes, chromatin compaction and loss of local RNA species. Unexpectedly, these newly-acquired features of post-repair chromatin are transmitted to daughter cells and manifest as heritable impairments of gene expression. These findings uncover a hitherto concealed dimension of DNA breakage, which we term post-repair chromatin fatigue, and which confers heritable impairment of gene function beyond DNA repair.

A hallmark of Epstein-Barr virus (EBV) infections is its latent phase, when all viral lytic genes are repressed. Repression results from a high nucleosome occupancy and epigenetic silencing by cellular factors such as the Polycomb repressive complex 2 (PRC2) and DNA methyltransferases that respectively introduce repressive histone marks and DNA methylation. The viral transcription factor BZLF1 acts as molecular switch to induce the transition from the latent to the lytic or productive phase of EBV's life cycle. It is unknown how BZLF1 can bind to the epigenetically silenced viral DNA and whether it directly reactivates the viral genome through chromatin remodeling. We addressed these fundamental questions and found that BZLF1 binds to nucleosomal DNA motifs both in vivo and in vitro, a property characteristic of bona fide pioneer factors. BZLF1 co-precipitates with cellular chromatin remodeler ATPases, and the knock-down of one of them, INO80, impaired lytic reactivation and virus synthesis. We conclude that BZLF1 reactivates the EBV genome by directly binding to silenced chromatin and recruiting cellular chromatin remodeling enzymes, which implement a permissive state for viral transcription. BZLF1 shares this mode of action with a limited number of cellular pioneer factors, which are instrumental in transcriptional activation, differentiation, and reprogramming in all eukaryotic cells.

Over the past decade, 3C-related methods, complemented by increasingly detailed microscopic views of the nucleus, have provided unprecedented insights into chromosome folding in vivo. Here, to overcome the resolution limits inherent to the majority of genome-wide chromosome architecture mapping studies, we extend a recently-developed Hi-C variant, Micro-C, to map chromosome architecture at nucleosome resolution in human embryonic stem cells and fibroblasts. Micro-C maps robustly capture well-described features of mammalian chromosome folding including A/B compartment organization, topologically associating domains (TADs), and cis interaction peaks anchored at CTCF binding sites, while also providing a detailed 1-dimensional map of nucleosome positioning and phasing genome-wide. Compared to high-resolution in situ Hi-C, Micro-C exhibits substantially improved signal-to-noise with an order of magnitude greater dynamic range, enabling not only localization of domain boundaries with single-nucleosome accuracy, but also resolving more than 20,000 additional looping interaction peaks in each cell type. Intriguingly, many of these newly-identified peaks are localized along stripe patterns and form transitive grids, consistent with their anchors being pause sites impeding the process of cohesin-dependent loop extrusion. Together, our analyses provide the highest resolution maps of chromosome folding in human cells to date, and provide a valuable resource for studies of chromosome folding mechanisms.

ABSTRACT During mammalian reproduction, sperm are delivered to the female reproductive tract bathed in a complex medium known as seminal fluid, which plays key roles in signaling to the female reproductive tract and in nourishing sperm for their onwards journey. Along with minor contributions from the prostate and the epididymis, the majority of seminal fluid is produced by a somewhat understudied organ known as the seminal vesicle. Here, we report the first single-cell RNA-seq atlas of the mouse seminal vesicle, generated using tissues obtained from 23 mice of varying ages, exposed to a range of dietary challenges. We define the transcriptome of the secretory cells in this tissue, identifying a relatively homogeneous population of the epithelial cells which are responsible for producing the majority of seminal fluid. We also define the immune cell populations – including large populations of macrophages, dendritic cells, T cells, and NKT cells – which have the potential to play roles in producing various immune mediators present in seminal plasma. Together, our data provide a resource for understanding the composition of an understudied reproductive tissue with potential implications for paternal control of offspring development and metabolism.