AG
Armin Giese
Author with expertise in Pathophysiology of Parkinson's Disease
Achievements
Cited Author
Open Access Advocate
Key Stats
Upvotes received:
0
Publications:
16
(69% Open Access)
Cited by:
7,529
h-index:
71
/
i10-index:
201
Reputation
Biology
< 1%
Chemistry
< 1%
Economics
< 1%
Show more
How is this calculated?
Publications
0

Clinical diagnosis of progressive supranuclear palsy: The movement disorder society criteria

Günter Höglinger et al.May 3, 2017
Movement DisordersVolume 32, Issue 6 p. 853-864 Research Article Clinical diagnosis of progressive supranuclear palsy: The movement disorder society criteria Günter U. Höglinger MD, Corresponding Author Günter U. Höglinger MD guenter.hoeglinger@dzne.de orcid.org/0000-0001-7587-6187 Department of Neurology, Technische Universität München, Munich, Germany German Center for Neurodegenerative Diseases (DZNE), Munich, Germany Drs. Höglinger, Respondek, Stamelou, Golbe, Boxer, and Litvan made an equal contribution.Correspondence to: Prof. Dr. Günter U. Höglinger, Department of Translational Neurodegeneration, German Center for Neurodegenerative Diseases (DZNE), Feodor-Lynen Straße 17, D-81677 Munich, Germany; E-mail: guenter.hoeglinger@dzne.deSearch for more papers by this authorGesine Respondek MD, Gesine Respondek MD Department of Neurology, Technische Universität München, Munich, Germany German Center for Neurodegenerative Diseases (DZNE), Munich, Germany Drs. Höglinger, Respondek, Stamelou, Golbe, Boxer, and Litvan made an equal contribution.Search for more papers by this authorMaria Stamelou MD, Maria Stamelou MD orcid.org/0000-0003-1668-9925 Second Department of Neurology, Attikon University Hospital, University of Athens, Athens, Greece Drs. Höglinger, Respondek, Stamelou, Golbe, Boxer, and Litvan made an equal contribution.Search for more papers by this authorCarolin Kurz MD, Carolin Kurz MD Department of Psychiatry, Ludwig-Maximilians-Universität, Munich, GermanySearch for more papers by this authorKeith A. Josephs MD, MST, MSc, Keith A. Josephs MD, MST, MSc Department of Neurology, Mayo Clinic, Rochester, Minnesota, USASearch for more papers by this authorAnthony E. Lang MD, Anthony E. Lang MD Morton and Gloria Shulman Movement Disorders Clinic and the Edmond J. Safra Program in Parkinson's Disease, Toronto Western Hospital, Toronto, CanadaSearch for more papers by this authorBrit Mollenhauer MD, Brit Mollenhauer MD Paracelsus-Elena Klinik, Kassel, Germany, and University Medical Center Göttingen, Institute of Neuropathology, Göttingen, GermanySearch for more papers by this authorUlrich Müller MD, Ulrich Müller MD Institute of Human Genetics, Giessen, GermanySearch for more papers by this authorChrister Nilsson MD, Christer Nilsson MD Department of Clinical Sciences, Division of Neurology, Lund University, Lund, SwedenSearch for more papers by this authorJennifer L. Whitwell PhD, Jennifer L. Whitwell PhD Department of Radiology, Mayo Clinic, Rochester, Minnesoya, USASearch for more papers by this authorThomas Arzberger MD, Thomas Arzberger MD German Center for Neurodegenerative Diseases (DZNE), Munich, Germany Department of Psychiatry, Ludwig-Maximilians-Universität, Munich, Germany Center for Neuropathology and Prion Research, Ludwig-Maximilians-Universität, Munich, GermanySearch for more papers by this authorElisabet Englund MD, Elisabet Englund MD Department of Clinical Sciences, Division of Oncology and Pathology, Lund University, Lund, SwedenSearch for more papers by this authorEllen Gelpi MD, Ellen Gelpi MD Neurological Tissue Bank of the Biobank - Hospital Clínic de Barcelona, Universitat de Barcelona, IDIBAPS, Barcelona, SpainSearch for more papers by this authorArmin Giese MD, Armin Giese MD Center for Neuropathology and Prion Research, Ludwig-Maximilians-Universität, Munich, GermanySearch for more papers by this authorDavid J. Irwin MD, David J. Irwin MD Frontotemporal Degeneration Center, Department of Neurology, University of Pennsylvania, Philadelphia, Pennsylvania, USASearch for more papers by this authorWassilios G. Meissner MD, PhD, Wassilios G. Meissner MD, PhD orcid.org/0000-0003-2172-7527 Université de Bordeaux, Institut des Maladies Neurodégénératives, UMR 5293, Bordeaux, France CNRS, Institut des Maladies Neurodégénératives, UMR 5293, Bordeaux, France Service de Neurologie, Hôpital Pellegrin, CHU de Bordeaux, Bordeaux, FranceSearch for more papers by this authorAlexander Pantelyat MD, Alexander Pantelyat MD Department of Neurology, Johns Hopkins University, Baltimore, Maryland, USASearch for more papers by this authorAlex Rajput MD, Alex Rajput MD Division of Neurology, Royal University Hospital, University of Saskatchewan, Saskatoon, SK, CanadaSearch for more papers by this authorJohn C. van Swieten MD, John C. van Swieten MD Department of Neurology, Erasmus Medical Centre, Rotterdam, The NetherlandsSearch for more papers by this authorClaire Troakes PhD, MSc, Claire Troakes PhD, MSc London Neurodegenerative Diseases Brain Bank, Institute of Psychiatry, Psychology and Neuroscience, Kings College London, London, United KingdomSearch for more papers by this authorAngelo Antonini MD, Angelo Antonini MD Parkinson and Movement Disorders Unit, IRCCS Hospital San Camillo, Venice, and Department of Neurosciences, Padova University, Padova, ItalySearch for more papers by this authorKailash P. Bhatia MD, Kailash P. Bhatia MD orcid.org/0000-0001-8185-286X Sobell Department of Motor Neuroscience and Movement Disorders, UCL Institute of Neurology, Queen Square, London, United KingdomSearch for more papers by this authorYvette Bordelon MD, PhD, Yvette Bordelon MD, PhD Department of Neurology, University of California, Los Angeles, California, USASearch for more papers by this authorYaroslau Compta MD, PhD, Yaroslau Compta MD, PhD Parkinson's Disease & Movement Disorders Unit, Neurology Service, Hospital Clinic/IDIBAPS/University of Barcelona, Barcelona, Catalonia, SpainSearch for more papers by this authorJean-Christophe Corvol MD, PhD, Jean-Christophe Corvol MD, PhD Sorbonne Universités, UPMC Univ Paris 06; and INSERM UMRS_1127, CIC_1422; and CNRS UMR_7225; and AP-HP; and ICM, Hôpital Pitié-Salpêtrière, Département des maladies du système nerveux, Paris, FranceSearch for more papers by this authorCarlo Colosimo MD, FEAN, Carlo Colosimo MD, FEAN Department of Neurology, Santa Maria University Hospital of Terni, Terni, ItalySearch for more papers by this authorDennis W. Dickson MD, Dennis W. Dickson MD Mayo Clinic, Jacksonville, Florida, USASearch for more papers by this authorRichard Dodel MD, Richard Dodel MD Department of Geriatric Medicine, University Hospital Essen, Essen, GermanySearch for more papers by this authorLeslie Ferguson MD, Leslie Ferguson MD Division of Neurology, Royal University Hospital, University of Saskatchewan, Saskatoon, SK, CanadaSearch for more papers by this authorMurray Grossman MD, Murray Grossman MD Frontotemporal Degeneration Center, Department of Neurology, University of Pennsylvania, Philadelphia, Pennsylvania, USASearch for more papers by this authorJan Kassubek MD, Jan Kassubek MD Department of Neurology, University of Ulm, Ulm, GermanySearch for more papers by this authorFlorian Krismer MD, PhD, Florian Krismer MD, PhD Department of Neurology, Medical University Innsbruck, Innsbruck, AustriaSearch for more papers by this authorJohannes Levin MD, Johannes Levin MD German Center for Neurodegenerative Diseases (DZNE), Munich, Germany Department of Neurology, Ludwig-Maximilians-Universität, Munich, GermanySearch for more papers by this authorStefan Lorenzl MD, Stefan Lorenzl MD Institute of Nursing Science and Practice, Paracelsus Medical University, Salzburg, Austria Department of Neurology, Hospital Agatharied, Agatharied, Germany Department of Palliative Medicine, Munich University Hospital, LMU Munich, Munich, GermanySearch for more papers by this authorHuw R. Morris MD, Huw R. Morris MD Department of Clinical Neuroscience, UCL Institute of Neurology, London, United KingdomSearch for more papers by this authorPeter Nestor MD, Peter Nestor MD German Center for Neurodegenerative Diseases (DZNE), Magdeburg, GermanySearch for more papers by this authorWolfgang H. Oertel MD, Wolfgang H. Oertel MD Department of Neurology, Philipps Universität, Marburg, GermanySearch for more papers by this authorWerner Poewe MD, Werner Poewe MD Department of Neurology, Medical University Innsbruck, Innsbruck, AustriaSearch for more papers by this authorGil Rabinovici MD, Gil Rabinovici MD Memory and Aging Center, Department of Neurology, University of California, San Francisco, California, USASearch for more papers by this authorJames B. Rowe MD, James B. Rowe MD Department of Clinical Neurosciences, Cambridge University, Cambridge, United KingdomSearch for more papers by this authorGerard D. Schellenberg PhD, Gerard D. Schellenberg PhD Department of Pathology and Laboratory Medicine, Perelman School of Medicine, University of Pennsylvania, Philadelphia, Pennsylvania, USASearch for more papers by this authorKlaus Seppi MD, Klaus Seppi MD Department of Neurology, Medical University Innsbruck, Innsbruck, AustriaSearch for more papers by this authorThilo van Eimeren MD, Thilo van Eimeren MD Departments of Nuclear Medicine and Neurology, University of Cologne, Cologne, GermanySearch for more papers by this authorGregor K. Wenning MD, PhD, Gregor K. Wenning MD, PhD Department of Neurology, Medical University Innsbruck, Innsbruck, AustriaSearch for more papers by this authorAdam L. Boxer MD, PhD, Adam L. Boxer MD, PhD Memory and Aging Center, Department of Neurology, University of California, San Francisco, California, USA Drs. Höglinger, Respondek, Stamelou, Golbe, Boxer, and Litvan made an equal contribution.Search for more papers by this authorLawrence I. Golbe MD, Lawrence I. Golbe MD Department of Neurology, Rutgers Robert Wood Johnson Medical School, New Brunswick, New Jersey, USA Drs. Höglinger, Respondek, Stamelou, Golbe, Boxer, and Litvan made an equal contribution.Search for more papers by this authorIrene Litvan MD, Irene Litvan MD Department of Neurology, University of California, San Diego, California, USA Drs. Höglinger, Respondek, Stamelou, Golbe, Boxer, and Litvan made an equal contribution.Search for more papers by this authorfor the Movement Disorder Society–endorsed PSP Study Group, for the Movement Disorder Society–endorsed PSP Study Group Department of Neurology, Technische Universität München, Munich, GermanySearch for more papers by this author Günter U. Höglinger MD, Corresponding Author Günter U. Höglinger MD guenter.hoeglinger@dzne.de orcid.org/0000-0001-7587-6187 Department of Neurology, Technische Universität München, Munich, Germany German Center for Neurodegenerative Diseases (DZNE), Munich, Germany Drs. Höglinger, Respondek, Stamelou, Golbe, Boxer, and Litvan made an equal contribution.Correspondence to: Prof. Dr. Günter U. Höglinger, Department of Translational Neurodegeneration, German Center for Neurodegenerative Diseases (DZNE), Feodor-Lynen Straße 17, D-81677 Munich, Germany; E-mail: guenter.hoeglinger@dzne.deSearch for more papers by this authorGesine Respondek MD, Gesine Respondek MD Department of Neurology, Technische Universität München, Munich, Germany German Center for Neurodegenerative Diseases (DZNE), Munich, Germany Drs. Höglinger, Respondek, Stamelou, Golbe, Boxer, and Litvan made an equal contribution.Search for more papers by this authorMaria Stamelou MD, Maria Stamelou MD orcid.org/0000-0003-1668-9925 Second Department of Neurology, Attikon University Hospital, University of Athens, Athens, Greece Drs. Höglinger, Respondek, Stamelou, Golbe, Boxer, and Litvan made an equal contribution.Search for more papers by this authorCarolin Kurz MD, Carolin Kurz MD Department of Psychiatry, Ludwig-Maximilians-Universität, Munich, GermanySearch for more papers by this authorKeith A. Josephs MD, MST, MSc, Keith A. Josephs MD, MST, MSc Department of Neurology, Mayo Clinic, Rochester, Minnesota, USASearch for more papers by this authorAnthony E. Lang MD, Anthony E. Lang MD Morton and Gloria Shulman Movement Disorders Clinic and the Edmond J. Safra Program in Parkinson's Disease, Toronto Western Hospital, Toronto, CanadaSearch for more papers by this authorBrit Mollenhauer MD, Brit Mollenhauer MD Paracelsus-Elena Klinik, Kassel, Germany, and University Medical Center Göttingen, Institute of Neuropathology, Göttingen, GermanySearch for more papers by this authorUlrich Müller MD, Ulrich Müller MD Institute of Human Genetics, Giessen, GermanySearch for more papers by this authorChrister Nilsson MD, Christer Nilsson MD Department of Clinical Sciences, Division of Neurology, Lund University, Lund, SwedenSearch for more papers by this authorJennifer L. Whitwell PhD, Jennifer L. Whitwell PhD Department of Radiology, Mayo Clinic, Rochester, Minnesoya, USASearch for more papers by this authorThomas Arzberger MD, Thomas Arzberger MD German Center for Neurodegenerative Diseases (DZNE), Munich, Germany Department of Psychiatry, Ludwig-Maximilians-Universität, Munich, Germany Center for Neuropathology and Prion Research, Ludwig-Maximilians-Universität, Munich, GermanySearch for more papers by this authorElisabet Englund MD, Elisabet Englund MD Department of Clinical Sciences, Division of Oncology and Pathology, Lund University, Lund, SwedenSearch for more papers by this authorEllen Gelpi MD, Ellen Gelpi MD Neurological Tissue Bank of the Biobank - Hospital Clínic de Barcelona, Universitat de Barcelona, IDIBAPS, Barcelona, SpainSearch for more papers by this authorArmin Giese MD, Armin Giese MD Center for Neuropathology and Prion Research, Ludwig-Maximilians-Universität, Munich, GermanySearch for more papers by this authorDavid J. Irwin MD, David J. Irwin MD Frontotemporal Degeneration Center, Department of Neurology, University of Pennsylvania, Philadelphia, Pennsylvania, USASearch for more papers by this authorWassilios G. Meissner MD, PhD, Wassilios G. Meissner MD, PhD orcid.org/0000-0003-2172-7527 Université de Bordeaux, Institut des Maladies Neurodégénératives, UMR 5293, Bordeaux, France CNRS, Institut des Maladies Neurodégénératives, UMR 5293, Bordeaux, France Service de Neurologie, Hôpital Pellegrin, CHU de Bordeaux, Bordeaux, FranceSearch for more papers by this authorAlexander Pantelyat MD, Alexander Pantelyat MD Department of Neurology, Johns Hopkins University, Baltimore, Maryland, USASearch for more papers by this authorAlex Rajput MD, Alex Rajput MD Division of Neurology, Royal University Hospital, University of Saskatchewan, Saskatoon, SK, CanadaSearch for more papers by this authorJohn C. van Swieten MD, John C. van Swieten MD Department of Neurology, Erasmus Medical Centre, Rotterdam, The NetherlandsSearch for more papers by this authorClaire Troakes PhD, MSc, Claire Troakes PhD, MSc London Neurodegenerative Diseases Brain Bank, Institute of Psychiatry, Psychology and Neuroscience, Kings College London, London, United KingdomSearch for more papers by this authorAngelo Antonini MD, Angelo Antonini MD Parkinson and Movement Disorders Unit, IRCCS Hospital San Camillo, Venice, and Department of Neurosciences, Padova University, Padova, ItalySearch for more papers by this authorKailash P. Bhatia MD, Kailash P. Bhatia MD orcid.org/0000-0001-8185-286X Sobell Department of Motor Neuroscience and Movement Disorders, UCL Institute of Neurology, Queen Square, London, United KingdomSearch for more papers by this authorYvette Bordelon MD, PhD, Yvette Bordelon MD, PhD Department of Neurology, University of California, Los Angeles, California, USASearch for more papers by this authorYaroslau Compta MD, PhD, Yaroslau Compta MD, PhD Parkinson's Disease & Movement Disorders Unit, Neurology Service, Hospital Clinic/IDIBAPS/University of Barcelona, Barcelona, Catalonia, SpainSearch for more papers by this authorJean-Christophe Corvol MD, PhD, Jean-Christophe Corvol MD, PhD Sorbonne Universités, UPMC Univ Paris 06; and INSERM UMRS_1127, CIC_1422; and CNRS UMR_7225; and AP-HP; and ICM, Hôpital Pitié-Salpêtrière, Département des maladies du système nerveux, Paris, FranceSearch for more papers by this authorCarlo Colosimo MD, FEAN, Carlo Colosimo MD, FEAN Department of Neurology, Santa Maria University Hospital of Terni, Terni, ItalySearch for more papers by this authorDennis W. Dickson MD, Dennis W. Dickson MD Mayo Clinic, Jacksonville, Florida, USASearch for more papers by this authorRichard Dodel MD, Richard Dodel MD Department of Geriatric Medicine, University Hospital Essen, Essen, GermanySearch for more papers by this authorLeslie Ferguson MD, Leslie Ferguson MD Division of Neurology, Royal University Hospital, University of Saskatchewan, Saskatoon, SK, CanadaSearch for more papers by this authorMurray Grossman MD, Murray Grossman MD Frontotemporal Degeneration Center, Department of Neurology, University of Pennsylvania, Philadelphia, Pennsylvania, USASearch for more papers by this authorJan Kassubek MD, Jan Kassubek MD Department of Neurology, University of Ulm, Ulm, GermanySearch for more papers by this authorFlorian Krismer MD, PhD, Florian Krismer MD, PhD Department of Neurology, Medical University Innsbruck, Innsbruck, AustriaSearch for more papers by this authorJohannes Levin MD, Johannes Levin MD German Center for Neurodegenerative Diseases (DZNE), Munich, Germany Department of Neurology, Ludwig-Maximilians-Universität, Munich, GermanySearch for more papers by this authorStefan Lorenzl MD, Stefan Lorenzl MD Institute of Nursing Science and Practice, Paracelsus Medical University, Salzburg, Austria Department of Neurology, Hospital Agatharied, Agatharied, Germany Department of Palliative Medicine, Munich University Hospital, LMU Munich, Munich, GermanySearch for more papers by this authorHuw R. Morris MD, Huw R. Morris MD Department of Clinical Neuroscience, UCL Institute of Neurology, London, United KingdomSearch for more papers by this authorPeter Nestor MD, Peter Nestor MD German Center for Neurodegenerative Diseases (DZNE), Magdeburg, GermanySearch for more papers by this authorWolfgang H. Oertel MD, Wolfgang H. Oertel MD Department of Neurology, Philipps Universität, Marburg, GermanySearch for more papers by this authorWerner Poewe MD, Werner Poewe MD Department of Neurology, Medical University Innsbruck, Innsbruck, AustriaSearch for more papers by this authorGil Rabinovici MD, Gil Rabinovici MD Memory and Aging Center, Department of Neurology, University of California, San Francisco, California, USASearch for more papers by this authorJames B. Rowe MD, James B. Rowe MD Department of Clinical Neurosciences, Cambridge University, Cambridge, United KingdomSearch for more papers by this authorGerard D. Schellenberg PhD, Gerard D. Schellenberg PhD Department of Pathology and Laboratory Medicine, Perelman School of Medicine, University of Pennsylvania, Philadelphia, Pennsylvania, USASearch for more papers by this authorKlaus Seppi MD, Klaus Seppi MD Department of Neurology, Medical University Innsbruck, Innsbruck, AustriaSearch for more papers by this authorThilo van Eimeren MD, Thilo van Eimeren MD Departments of Nuclear Medicine and Neurology, University of Cologne, Cologne, GermanySearch for more papers by this authorGregor K. Wenning MD, PhD, Gregor K. Wenning MD, PhD Department of Neurology, Medical University Innsbruck, Innsbruck, AustriaSearch for more papers by this authorAdam L. Boxer MD, PhD, Adam L. Boxer MD, PhD Memory and Aging Center, Department of Neurology, University of California, San Francisco, California, USA Drs. Höglinger, Respondek, Stamelou, Golbe, Boxer, and Litvan made an equal contribution.Search for more papers by this authorLawrence I. Golbe MD, Lawrence I. Golbe MD Department of Neurology, Rutgers Robert Wood Johnson Medical School, New Brunswick, New Jersey, USA Drs. Höglinger, Respondek, Stamelou, Golbe, Boxer, and Litvan made an equal contribution.Search for more papers by this authorIrene Litvan MD, Irene Litvan MD Department of Neurology, University of California, San Diego, California, USA Drs. Höglinger, Respondek, Stamelou, Golbe, Boxer, and Litvan made an equal contribution.Search for more papers by this authorfor the Movement Disorder Society–endorsed PSP Study Group, for the Movement Disorder Society–endorsed PSP Study Group Department of Neurology, Technische Universität München, Munich, GermanySearch for more papers by this author First published: 03 May 2017 https://doi.org/10.1002/mds.26987Citations: 1,008 Funding agencies: : The project was supported by the Bischof Dr. Karl Golser Stiftung, CurePSP, Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, HO 2402/11-1), German Center for Neurodegenerative Diseases e.V. (DZNE), German PSP Gesellschaft, Tau Consortium, UK PSP Association, and the International Parkinson and Movement Disorder Society. Relevant conflicts of interest/financial disclosures: : Nothing to report. Full financial disclosures and author roles may be found in the online version of this article. Read the full textAboutPDF ToolsRequest permissionExport citationAdd to favoritesTrack citation ShareShare Give accessShare full text accessShare full-text accessPlease review our Terms and Conditions of Use and check box below to share full-text version of article.I have read and accept the Wiley Online Library Terms and Conditions of UseShareable LinkUse the link below to share a full-text version of this article with your friends and colleagues. Learn more.Copy URL Share a linkShare onFacebookTwitterLinkedInRedditWechat ABSTRACT Background: PSP is a neuropathologically defined disease entity. Clinical diagnostic criteria, published in 1996 by the National Institute of Neurological Disorders and Stroke/Society for PSP, have excellent specificity, but their sensitivity is limited for variant PSP syndromes with presentations other than Richardson's syndrome. Objective: We aimed to provide an evidence- and consensus-based revision of the clinical diagnostic criteria for PSP. Methods: We searched the PubMed, Cochrane, Medline, and PSYCInfo databases for articles published in English since 1996, using postmortem diagnosis or highly specific clinical criteria as the diagnostic standard. Second, we generated retrospective standardized clinical data from patients with autopsy-confirmed PSP and control diseases. On this basis, diagnostic criteria were drafted, optimized in two modified Delphi evaluations, submitted to structured discussions with consensus procedures during a 2-day meeting, and refined in three further Delphi rounds. Results: Defined clinical, imaging, laboratory, and genetic findings serve as mandatory basic features, mandatory exclusion criteria, or context-dependent exclusion criteria. We identified four functional domains (ocular motor dysfunction, postural instability, akinesia, and cognitive dysfunction) as clinical predictors of PSP. Within each of these domains, we propose three clinical features that contribute different levels of diagnostic certainty. Specific combinations of these features define the diagnostic criteria, stratified by three degrees of diagnostic certainty (probable PSP, possible PSP, and suggestive of PSP). Clinical clues and imaging findings represent supportive features. Conclusions: Here, we present new criteria aimed to optimize early, sensitive, and specific clinical diagnosis of PSP on the basis of currently available evidence. © 2017 International Parkinson and Movement Disorder Society Citing Literature Volume32, Issue6June 2017Pages 853-864 RelatedInformation
0

Classification of sporadic Creutzfeldt-Jakob disease based on molecular and phenotypic analysis of 300 subjects

Piero Parchi et al.Aug 1, 1999
Phenotypic heterogeneity in sporadic Creutzfeldt-Jakob disease (sCJD) is well documented, but there is not yet a systematic classification of the disease variants. In a previous study, we showed that the polymorphic codon 129 of the prion protein gene (PRNP), and two types of protease-resistant prion protein (PrP(Sc)) with distinct physicochemical properties, are major determinants of these variants. To define the full spectrum of variants, we have examined a series of 300 sCJD patients. Clinical features, PRNP genotype, and PrP(Sc) properties were determined in all subjects. In 187, we also studied neuropathological features and immunohistochemical pattern of PrP(Sc) deposition. Seventy percent of subjects showed the classic CJD phenotype, PrP(Sc) type 1, and at least one methionine allele at codon 129; 25% of cases displayed the ataxic and kuru-plaque variants, associated to PrP(Sc) type 2, and valine homozygosity or heterozygosity at codon 129, respectively. Two additional variants, which included a thalamic form of CJD and a phenotype characterized by prominent dementia and cortical pathology, were linked to PrP(Sc) type 2 and methionine homozygosity. Finally, a rare phenotype characterized by progressive dementia was linked to PrP(Sc) type 1 and valine homozygosity. The present data demonstrate the existence of six phenotypic variants of sCJD. The physicochemical properties of PrP(Sc) in conjunction with the PRNP codon 129 genotype largely determine this phenotypic variability, and allow a molecular classification of the disease variants.
0
Citation1,333
0
Save
0

Different Species of α-Synuclein Oligomers Induce Calcium Influx and Seeding

Karin Danzer et al.Aug 22, 2007
Aggregation of alpha-synuclein (alpha-syn) has been linked to the pathogenesis of Parkinson's disease (PD) and other neurodegenerative diseases. Increasing evidence suggests that prefibrillar oligomers and protofibrils, rather than mature fibrils of alpha-syn, are the pathogenic species in PD. Despite extensive effort on studying oligomerization of alpha-syn, no studies have compared different oligomer species directly on a single-particle level and investigated their biological effects on cells. In this study, we applied a novel highly sensitive single molecule detection system that allowed a direct comparison of different oligomer types. Furthermore, we studied biological effects of different oligomer types on cells. For this purpose, we developed new oligomerization protocols, that enabled the use of these different oligomers in cell culture. We found that all of our three aggregation protocols resulted in heterogeneous populations of oligomers. Some types of oligomers induced cell death via disruption of cellular ion homeostasis by a presumably pore-forming mechanism. Other oligomer types could directly enter the cell resulting in increased alpha-syn aggregation. Based on our results, we propose that under various physiological conditions, heterogeneous populations of oligomeric forms will coexist in an equilibrium. These different oligomer types lead directly or indirectly to cell damage. Our data indicate that inhibition of early alpha-syn aggregation events would consequently prevent all alpha-syn oligomer related toxicities. This has important implications for the development of disease-modifying drugs for the treatment of PD and other synucleinopathies.
0

Inhibition of mitochondrial fusion by α-synuclein is rescued by PINK1, Parkin and DJ-1

Frits Kamp et al.Sep 14, 2010
Article14 September 2010free access Inhibition of mitochondrial fusion by α-synuclein is rescued by PINK1, Parkin and DJ-1 Frits Kamp Corresponding Author Frits Kamp DZNE-German Center for Neurodegenerative Diseases, Munich, Germany Adolf-Butenandt-Institute, Biochemistry, Ludwig-Maximilians-University, Munich, Germany Search for more papers by this author Nicole Exner Nicole Exner DZNE-German Center for Neurodegenerative Diseases, Munich, Germany Adolf-Butenandt-Institute, Biochemistry, Ludwig-Maximilians-University, Munich, Germany Search for more papers by this author Anne Kathrin Lutz Anne Kathrin Lutz Adolf-Butenandt-Institute, Neurobiochemistry, Ludwig-Maximilians-University, Munich, Germany Search for more papers by this author Nora Wender Nora Wender European Neuroscience Institute Goettingen and DFG Research Center for Molecular Physiology of the Brain (CMPB), Goettingen, Germany Search for more papers by this author Jan Hegermann Jan Hegermann European Neuroscience Institute Goettingen and DFG Research Center for Molecular Physiology of the Brain (CMPB), Goettingen, Germany Search for more papers by this author Bettina Brunner Bettina Brunner DZNE-German Center for Neurodegenerative Diseases, Munich, Germany Adolf-Butenandt-Institute, Biochemistry, Ludwig-Maximilians-University, Munich, Germany Search for more papers by this author Brigitte Nuscher Brigitte Nuscher DZNE-German Center for Neurodegenerative Diseases, Munich, Germany Adolf-Butenandt-Institute, Biochemistry, Ludwig-Maximilians-University, Munich, Germany Search for more papers by this author Tim Bartels Tim Bartels Adolf-Butenandt-Institute, Biochemistry, Ludwig-Maximilians-University, Munich, Germany Search for more papers by this author Armin Giese Armin Giese Center for Neuropathology and Prion Research, Ludwig-Maximilians-University, Munich, Germany Search for more papers by this author Klaus Beyer Klaus Beyer Adolf-Butenandt-Institute, Biochemistry, Ludwig-Maximilians-University, Munich, Germany Department of Chemistry, The University of Arizona, Tucson, AZ, USA Search for more papers by this author Stefan Eimer Stefan Eimer European Neuroscience Institute Goettingen and DFG Research Center for Molecular Physiology of the Brain (CMPB), Goettingen, Germany Search for more papers by this author Konstanze F Winklhofer Konstanze F Winklhofer Adolf-Butenandt-Institute, Neurobiochemistry, Ludwig-Maximilians-University, Munich, Germany Search for more papers by this author Christian Haass Corresponding Author Christian Haass DZNE-German Center for Neurodegenerative Diseases, Munich, Germany Adolf-Butenandt-Institute, Biochemistry, Ludwig-Maximilians-University, Munich, Germany Search for more papers by this author Frits Kamp Corresponding Author Frits Kamp DZNE-German Center for Neurodegenerative Diseases, Munich, Germany Adolf-Butenandt-Institute, Biochemistry, Ludwig-Maximilians-University, Munich, Germany Search for more papers by this author Nicole Exner Nicole Exner DZNE-German Center for Neurodegenerative Diseases, Munich, Germany Adolf-Butenandt-Institute, Biochemistry, Ludwig-Maximilians-University, Munich, Germany Search for more papers by this author Anne Kathrin Lutz Anne Kathrin Lutz Adolf-Butenandt-Institute, Neurobiochemistry, Ludwig-Maximilians-University, Munich, Germany Search for more papers by this author Nora Wender Nora Wender European Neuroscience Institute Goettingen and DFG Research Center for Molecular Physiology of the Brain (CMPB), Goettingen, Germany Search for more papers by this author Jan Hegermann Jan Hegermann European Neuroscience Institute Goettingen and DFG Research Center for Molecular Physiology of the Brain (CMPB), Goettingen, Germany Search for more papers by this author Bettina Brunner Bettina Brunner DZNE-German Center for Neurodegenerative Diseases, Munich, Germany Adolf-Butenandt-Institute, Biochemistry, Ludwig-Maximilians-University, Munich, Germany Search for more papers by this author Brigitte Nuscher Brigitte Nuscher DZNE-German Center for Neurodegenerative Diseases, Munich, Germany Adolf-Butenandt-Institute, Biochemistry, Ludwig-Maximilians-University, Munich, Germany Search for more papers by this author Tim Bartels Tim Bartels Adolf-Butenandt-Institute, Biochemistry, Ludwig-Maximilians-University, Munich, Germany Search for more papers by this author Armin Giese Armin Giese Center for Neuropathology and Prion Research, Ludwig-Maximilians-University, Munich, Germany Search for more papers by this author Klaus Beyer Klaus Beyer Adolf-Butenandt-Institute, Biochemistry, Ludwig-Maximilians-University, Munich, Germany Department of Chemistry, The University of Arizona, Tucson, AZ, USA Search for more papers by this author Stefan Eimer Stefan Eimer European Neuroscience Institute Goettingen and DFG Research Center for Molecular Physiology of the Brain (CMPB), Goettingen, Germany Search for more papers by this author Konstanze F Winklhofer Konstanze F Winklhofer Adolf-Butenandt-Institute, Neurobiochemistry, Ludwig-Maximilians-University, Munich, Germany Search for more papers by this author Christian Haass Corresponding Author Christian Haass DZNE-German Center for Neurodegenerative Diseases, Munich, Germany Adolf-Butenandt-Institute, Biochemistry, Ludwig-Maximilians-University, Munich, Germany Search for more papers by this author Author Information Frits Kamp 1,2,‡, Nicole Exner1,2,‡, Anne Kathrin Lutz3,‡, Nora Wender4, Jan Hegermann4, Bettina Brunner1,2, Brigitte Nuscher1,2, Tim Bartels2, Armin Giese5, Klaus Beyer2,6, Stefan Eimer4, Konstanze F Winklhofer3 and Christian Haass 1,2 1DZNE-German Center for Neurodegenerative Diseases, Munich, Germany 2Adolf-Butenandt-Institute, Biochemistry, Ludwig-Maximilians-University, Munich, Germany 3Adolf-Butenandt-Institute, Neurobiochemistry, Ludwig-Maximilians-University, Munich, Germany 4European Neuroscience Institute Goettingen and DFG Research Center for Molecular Physiology of the Brain (CMPB), Goettingen, Germany 5Center for Neuropathology and Prion Research, Ludwig-Maximilians-University, Munich, Germany 6Department of Chemistry, The University of Arizona, Tucson, AZ, USA ‡These authors contributed equally to this work *Corresponding authors. DZNE-German Center for Neurodegenerative Diseases, Adolf Butenandt-Institute, Biochemistry, Ludwig-Maximilians-University, Schillerstrasse 44, 80336, Munich, Germany. Tel.: +49 89 2180 75472; Fax: +49 89 2180 75415; E-mail: [email protected] or E-mail: [email protected] The EMBO Journal (2010)29:3571-3589https://doi.org/10.1038/emboj.2010.223 PDFDownload PDF of article text and main figures. Peer ReviewDownload a summary of the editorial decision process including editorial decision letters, reviewer comments and author responses to feedback. ToolsAdd to favoritesDownload CitationsTrack CitationsPermissions ShareFacebookTwitterLinked InMendeleyWechatReddit Figures & Info Aggregation of α-synuclein (αS) is involved in the pathogenesis of Parkinson's disease (PD) and a variety of related neurodegenerative disorders. The physiological function of αS is largely unknown. We demonstrate with in vitro vesicle fusion experiments that αS has an inhibitory function on membrane fusion. Upon increased expression in cultured cells and in Caenorhabditis elegans, αS binds to mitochondria and leads to mitochondrial fragmentation. In C. elegans age-dependent fragmentation of mitochondria is enhanced and shifted to an earlier time point upon expression of exogenous αS. In contrast, siRNA-mediated downregulation of αS results in elongated mitochondria in cell culture. αS can act independently of mitochondrial fusion and fission proteins in shifting the dynamic morphologic equilibrium of mitochondria towards reduced fusion. Upon cellular fusion, αS prevents fusion of differently labelled mitochondrial populations. Thus, αS inhibits fusion due to its unique membrane interaction. Finally, mitochondrial fragmentation induced by expression of αS is rescued by coexpression of PINK1, parkin or DJ-1 but not the PD-associated mutations PINK1 G309D and parkin Δ1–79 or by DJ-1 C106A. Introduction A characteristic feature of Parkinson's disease (PD) is the intracellular deposition of Lewy bodies, which are predominantly composed of α-synuclein (αS). This 140 amino acid protein is widely distributed throughout the brain and expressed at high levels in neurons where it can reach concentrations of 0.5–1% of total protein (i.e. 30–60 μM) (Iwai et al, 1995; Spillantini et al, 1997; Bodner et al, 2009). In Lewy bodies, αS is arranged in fibrils with a β-sheet like structure (Der-Sarkissian et al, 2003; Chen et al, 2007). It is assumed that the pathogenicity of αS is associated with aggregation of the protein, which involves formation of small neurotoxic oligomers that eventually mature to larger insoluble deposits (Lee et al, 2004a; Haass and Selkoe, 2007; Kramer and Schulz-Schaeffer, 2007; Kostka et al, 2008; Kayed et al, 2009). A similar cascade of protein aggregation and precipitation is causative for the onset of other neurodegenerative diseases, such as Alzheimer's disease (Dobson, 2003; Haass and Selkoe, 2007). A remarkable property of αS is its structural flexibility (Davidson et al, 1998; Beyer, 2007; Uversky, 2007). The protein is essentially unstructured in dilute aqueous solution (Uversky, 2002), whereas α-helical folding occurs upon binding to lipid surfaces. The NMR-derived structure of SDS-micelle-bound αS revealed two anti-parallel aligned amphipathic α-helices, the ‘N-helix’ spanning residues 3 through 37 and the ‘C-helix’ spanning residues 45 through 92. The C-terminal domain, which contains approximately 40 amino acids of which 14 are negatively charged and 2 positively charged, remains unstructured (Lee et al, 2004b; Ulmer and Bax, 2005; Ulmer et al, 2005). The structure of membrane-bound αS cannot be resolved by NMR as the rotation of vesicles is too slow. However, other biophysical techniques including electron spin resonance and circular dichroism (CD) revealed that α-helical folding also occurs for the N-terminal region when αS binds to membranes (Nuscher et al, 2004; Beyer, 2007; Jao et al, 2008; Drescher et al, 2008a). However, whether membrane-bound αS assumes a single extended α-helix, a broken helix or multiple structures (including oligomers) is unclear (Drescher et al, 2008a, 2009b; Bodner et al, 2009; Ferreon et al, 2009; Perlmutter et al, 2009; Trexler and Rhoades, 2009). It has also been reported that αS binds to synaptic vesicles (Maroteaux et al, 1988; Jensen et al, 1998; Abeliovich et al, 2000; Kahle et al, 2000; Murphy et al, 2000; Cabin et al, 2002; Chandra et al, 2004, 2005; Jo et al, 2004; Yavich et al, 2004; Larsen et al, 2006; Ben Gedalya et al, 2009) as well as to mitochondria (Martin et al, 2006; Nakamura et al, 2008; Shavali et al, 2008). Biophysical studies from our laboratory revealed that binding of αS to highly curved bilayers leads to a stabilization of defects in the lipid packing (Nuscher et al, 2004; Cornell and Taneva, 2006; Kamp and Beyer, 2006). This motivated us to investigate whether αS could have an impact on membrane fusion. So far little is known about the biological consequences of binding of αS to intracellular membranes. Studies in yeast revealed that overexpression of αS leads to cellular toxicity by interfering with vesicular transport between the endoplasmic reticulum and the Golgi complex (Cooper et al, 2006). Fragmentation of the Golgi apparatus was also reported in neurons containing Pale bodies, pathological deposits known as early stages of Lewy bodies (Gosavi et al, 2002; Fujita et al, 2006; Lee et al, 2006). Moreover, functional impairment of mitochondria was caused by expression of wild type or mutant αS (Hsu et al, 2000; Orth et al, 2003; Smith et al, 2005; Parihar et al, 2008, 2009). Although one of the well-described biochemical properties of αS is membrane binding associated with a structural switch, the biological function of the membrane-associated variant is unclear. Here, we demonstrate for the first time that αS inhibits fusion of model membranes. Biophysical studies led us to investigate the consequences of enhanced αS levels on membrane fusion in vivo. Life imaging in cultured cells and Caenorhabditis elegans demonstrates that expression of αS induces mitochondrial fragmentation, whereas downregulation of αS leads to elongation of mitochondria. Strikingly, the mitochondrial phenotype caused by expression of αS could be rescued by coexpression of three recessive PD-associated genes, PINK1, parkin and DJ-1, but not the corresponding familial PD-associated mutants PINK1 G309D, and parkin Δ1–79 or by the synthetic mutant DJ-1 C106A (Waak et al, 2009). Results αS inhibits membrane fusion in vitro We tested the effect of αS in several ‘classic’ fusion assays using protein-free model membranes. In our first protocol, we used small unilamellar vesicles (SUVs) consisting of dipalmitoyl-phosphatidylcholine (DPPC), which are known to fuse below the chain-melting temperature Tm, increasing their diameter from 30 to 70 nm (Schullery et al, 1980a, 1980b; Gaber and Sheridan, 1982). This spontaneous fusion is a very slow process (Supplementary Figure S1). Trace amounts of non-ionic detergent C12E8 accelerate the fusion of DPPC-SUV, particularly at temperatures just below Tm (the gel to liquid–crystalline phase transition of bilayers of DPPC occurs at Tm=41°C). We measured vesicle fusion by following changes in the static light scattering. At 36°C a suspension of DPPC-SUV reached maximal light scattering values within 10 min after detergent addition (Figure 1A). Fusion was suppressed when the experiment was performed in the presence of increasing amounts of αS and was blocked completely at lipid/αS ratios ⩽200 mole/mole (3 μM αS), that is at concentrations where αS binding to vesicles saturates (Nuscher et al, 2004). We also applied dynamic light scattering (DLS) experiments, which demonstrated the increase in diameter of fusing vesicles (Supplementary Figure S2). To confirm that the increase in light scattering of fusing vesicles was not an aggregation artifact, we used two fluorescent membrane fusion assays. In a lipid-mixing assay, NBD fluorescence of ‘donor’ vesicles was completely quenched prior to addition of detergent. Upon fusion of donor vesicles and vesicles without fluorescent probes, lipid mixing abolishes the quenching effect. Membrane fusion, monitored by this technique could be reduced by increasing amounts of αS (Figure 1B). Alternatively, in a contents-mixing assay we repeated the C12E8-induced fusion of DPPC-SUV by mixing equal amounts of vesicles with trapped Tb3+-citrate with vesicles containing dipicholinic acid (DPA). Formation of the Tb3+–DPA complex led to a strong increase in fluorescence (Figure 1C). Almost no fluorescence increase was observed after addition of αS at a lipid/protein molar ratio 200:1, indicating that fusion was effectively inhibited. Together, these independent experiments support the inhibition of membrane fusion by αS. Figure 1.αS inhibits membrane fusion in vitro. (A) Fusion of DPPC-SUV was monitored by the increase in static light scattering upon addition of an aliquot of C12E8. Increasing amounts of αS inhibit membrane fusion (blue lines). Lipid concentration 600 μM, T=36°C. (B) Lipid-mixing assay of DPPC-SUV. αS inhibited fusion completely at lipid/αS=200 mole/mole (purple line). T=35°C. Pink line: no fusion occurred at 45°C, that is at temperature above Tm. (C) Contents-mixing assay carried out in the presence and absence of αS (lipid/αS=200 mole/mole, green line). T=30°C. (D) An N-terminal fragment mutant of αS, αS(1–116) (blue line), lacking the negatively charged C-terminal domain was capable of completely suppressing the fusion of DPPC-SUV, like wt-αS (dark blue line); whereas peptides comprised of the C-terminal fragment, αS(116–140), or the central domain of αS, αS(41–65), failed to inhibit fusion (blue lines). Lipid/protein=100 mole/mole. T=25°C. (E) Comparison of inhibition of membrane fusion by αS with cytochrome c, lysozyme and Apolipoprotein A-I (ApoA-I). For all proteins: lipid/protein=200 mole/mole. T=36°C. (F) Ca2+-induced fusion of POPS-SUV. Fusion was initiated by adding an aliquot of CaCl2 and monitored by the lipid-mixing assay. αS, added 2 min after the addition of Ca2+ (arrow), blocked fusion almost completely (lipid/αS=200 mole/mole). Control experiments: cytochrome c (lipid/protein=20 mole/mole) or poly-lysine (lipid/protein 200 mole/mole) was added instead of αS. T=25°C. (G) SUV of a mixture of lipids with reported optimal fusion potential (DOPC/DOPE/BBSM/cholesterol, 35:30:15:20 molar ratio) (Haque et al, 2001). Fusion was initiated by addition of 4% PEG and followed using the lipid-mixing assay. Total lipid concentration was 300 μM. When the experiment was repeated with αS, fusion was slowed. T=37°C. (H) Spontaneous rapid fusion of SUV composed of lipids with opposite charges (POPS-SUV and PC+-SUV). Lipid-mixing assay performed in stop-flow fluorimetry. Lipid concentration was 60 μM. αS (1.2 μM) inhibited the fusion. When POPS was replaced by POPC (uncharged) no fusion occurred, as expected. T=25°C. Download figure Download PowerPoint Considering the domain structure of lipid-bound αS, the question arises whether its anti-fusogenic behaviour is due to stabilization of packing defects in the bilayer (Kamp and Beyer, 2006), or rather to membrane repulsion caused by the negatively charged C-terminal domain. To distinguish between these two possibilities, the fusion assay was repeated using an αS mutant lacking the last 24 amino acids of the C-terminus. This fragment (αS1–116) was still capable of completely suppressing membrane fusion (Figure 1D). On the contrary, a peptide composed of 25 amino acids of the C-terminus of αS (αS116–140), as well as a peptide comprised of 25 amino acids of the centre region of αS (αS41–65), was not capable of inhibiting membrane fusion (Figure 1D). We also compared the anti-fusogenic effect of αS with other membrane-binding proteins. Cytochrome c and lysozyme have similar molecular weights as αS. Both are globular proteins with a net positive charge known to bind to membrane surfaces. Cytochrome c and lysozyme did not significantly slow down the fusion of DPPC-SUV (Figure 1E). Exchangeable apolipoproteins have structural similarities to αS and share stabilization of lipid packing because of the binding of a ‘sided’ helix to the lipid surface (Derksen et al, 1996; Nuscher et al, 2004; Cornell and Taneva, 2006; Beyer, 2007). Interestingly, apolipoprotein A-I (ApoA-I) blocked the fusion completely, just like αS (Figure 1E). These findings indicate that the folding and membrane interaction of the N-terminal domain rather than the negative charges of the C-terminal domain are responsible for the anti-fusogenic effect of αS. To test whether the effect of αS also applies to vesicles composed of other lipids, we investigated fusion of vesicles composed of negatively charged palmitoyl-oleoyl-phosphatidylserine (POPS), triggered by Ca2+-ions (Wilschut et al, 1980). Fusion was initiated by adding CaCl2 and was complete within 10 min after the addition (Figure 1F). When αS was added after the addition of Ca2+, the fusion rate was reduced >10 times. Again, we compared the anti-fusogenic effect of αS with other membrane-binding proteins. In this case, we used cytochrome c and poly-lysine. Poly-lysine, like cytochrome c, is expected to bind to negatively charged membranes (Zhang and Rowe, 1994). Cytochome c had no effect even at a 10-fold higher molar concentration than αS. Poly-lysine reduced the fusion rate about five times (Figure 1F). Having established the suppression of membrane fusion by αS in classic fusion assays of vesicles composed of only one kind of lipid, we wondered whether αS would also suppress fusion of membranes of lipid mixtures mimicking compositions of biological membranes. The effect of αS on polyethyleneglycol (PEG)-mediated fusion of vesicles composed of a lipid mixture with reported optimal fusion potential (Haque et al, 2001) is shown in Figure 1G. The suppression of fusion by αS was significant, although higher amounts of αS were required compared with the DPPC-SUV and POPS-SUV, probably because of a lower affinity of αS to the membranes comprised of the chosen lipid mixture. Finally, rapid spontaneous fusion can be achieved upon mixing of vesicles with opposite interfacial net charges (Pantazatos and MacDonald, 1999; Lei and MacDonald, 2003). In this assay, fusion was complete after about 3 sec (Figure 1H). Again fusion was reduced by αS. Taken together, these findings demonstrate that αS selectively blocks membrane fusion in a number of independent in vitro fusion assay systems. αS impairs mitochondrial fusion in cultured cells Mitochondria change their morphology because of continuous fusion and fission (Detmer and Chan, 2007; Westermann, 2008). In addition, mitochondrial morphology and function is affected by loss of parkin or PINK1 function, which are both associated with familial PD (Kitada et al, 1998; Valente et al, 2004; Exner et al, 2007; Dagda et al, 2009; Lutz et al, 2009; Morais et al, 2009; Sandebring et al, 2009). To prove whether enhanced levels of αS, as observed in sporadic PD (Sharon et al, 2003; Chiba-Falek et al, 2006; Grundemann et al, 2008) as well as in familial PD associated with a triplication of the αS gene (Singleton et al, 2003), influence the balance between mitochondrial fission and fusion, we overexpressed αS in neuronal SH-SY5Y cells. This was particularly interesting as αS has been reported to bind to intracellular membranes including mitochondria (Nakamura et al, 2008; Shavali et al, 2008). Changes in mitochondrial morphology were monitored by imaging of cells, transfected with mito-GFP. When wild-type αS was overexpressed in SH-SY5Y cells, increased mitochondrial fragmentation was observed (Figure 2A). Quantification of the relative amounts of cells with fragmented mitochondria revealed that upon overexpression of αS, the number of cells that display fragmented mitochondria increased from 34% under control conditions to 46% (Figure 2B). Expression of similar amounts of mutant αS-A30P or A53T led to fragmentation of mitochondria to the same extent as the wild-type protein (Figures 2A–C). This is consistent with the finding that mutants of αS also bind to model membranes (Nuscher et al, 2004; Ramakrishnan et al, 2006; Giannakis et al, 2008; Karpinar et al, 2009; Perlmutter et al, 2009). β-Synuclein (βS) shares a number of biological and biophysical properties with αS, including binding to lipid surfaces (Nuscher et al, 2004; Beyer, 2007). We therefore investigated if βS may also affect mitochondrial fusion/fission. Indeed, both orthologs lead to the formation of fragmented mitochondria (Figures 2D–F), suggesting a redundant function of αS and βS. Figure 2.Mitochondrial fragmentation imaged in SH-SY5Y cells expressing αS. (A) Images of fluorescently labelled mitochondria. The panels display representative individual cells either control transfected (co) or transfected with wild-type αS (αS-wt), αS A30P or αS A53T. Scale bars=10 μm. (B) Statistical analyses of mitochondrial morphology of cells from the experiments shown in (A). Approximately 250 cells of each experiment were counted, and the relative amount of transfected cells with altered mitochondrial morphology (i.e. fragmentation) was determined. (C) Expression levels of αS were analysed by western blotting using β-actin as loading control (v, vector). (D) Images of fluorescently labelled mitochondria. The panels display representative individual cells either untransfected (co) or transfected with αS-V5 (αS) or β-synuclein-V5 (βS). Scale bars=10 μm. (E) Statistical analyses of mitochondrial morphology of cells from the experiments shown in (D). Approximately 300 cells of each experiment were counted, and the relative amount of transfected cells with altered mitochondrial morphology (i.e. fragmentation) was determined. Error bars indicate s.d. (F) Expression levels of αS and βS were analysed by western blotting with a V5-antibody using β-actin as loading control. *P⩽0.05, **P⩽0.01. Download figure Download PowerPoint To further address the question whether the increase in mitochondrial fragmentation observed in αS-expressing SH-SY5Y cells is due to alterations in mitochondrial fusion, we performed a PEG fusion assay (Niemann et al, 2005; Malka et al, 2007) (Figure 3). A first set of cells was transiently cotransfected with mito-GFP and αS or empty vector as a control. Another set of cells was cotransfected with mito-DsRed and αS or vector. At 8 h after transfection, both sets of cells were mixed and plated on coverslips. After 16 h, fusion of cocultured cells was induced by a 90-s treatment with PEG and fused cells were further incubated in the presence of cycloheximide for 5 h. Mitochondria of fused cells were analysed by confocal microscopy. Mitochondrial fusion is indicated by extensive colocalization of mito-GFP and mito-DsRed in control cells (Figures 3A and B). In contrast, upon overexpression of αS colocalization was dramatically reduced demonstrating that αS blocks mitochondrial fusion. Figure 3.αS decreases fusion of differentially labelled mitochondrial populations. Cells expressing mito-GFP or mito-DsRed were fused with PEG in the presence or absence of exogenous αS. (A) Confocal images of representative polykaryons are shown. Fusion was monitored by the extent of mito-GFP and mito-DsRed colocalization. Scale bars=15 μm. Upper panel: vector transfected (control); lower panel: αS transfected. (B) Quantification of mitochondrial fusion in αS and control cells. Each dot represents one measured value. Mean values are indicated by horizontal bars. Asterisks indicate significant differences in the percentage of cell hybrids with fused mitochondria compared with the vector control. Expression controls are provided in Supplementary Figure S3. Download figure Download PowerPoint Mitochondria are known to fragment in stress situations (Westermann, 2008; Cho et al, 2010). To exclude that the changes in mitochondrial phenotype caused by αS overexpression are due to a secondary stress response, we performed control experiments to prove whether mitochondrial function was impaired by the expression of αS. The membrane potential in SH-SY5Y cells expressing mito-GFP was evaluated by TMRM fluorescence intensity of the mitochondria. There was no difference in TMRM fluorescence intensity when we compared the vector control cells with cells expressing αS (Figures 4A and B). In addition, no reduction of ATP production was observed in cells expressing wt-αS, αS A30P or αS A53T compared with the control-transfected cells (Figures 4C and D). Figure 4.Mitochondrial function is not impaired by low level expression of αS. (A) SH-SY5Y cells were cotransfected with mito-GFP and vector (control) or αS. Living cells were stained with TMRM and colocalization was determined by overlay. (B) Quantification of TMRM fluorescence intensity. For each condition, n=30 pictures as shown in (A) were quantified. (C) Steady-state cellular ATP levels were measured in SH-SY5Y cells transfected with either vector (control), αS wt, αS A30P or αS A53T. (D) Expression levels of αS were analysed by western blotting using calnexin as loading control. Error bars indicate s.d. Download figure Download PowerPoint αS enhances age-dependent mitochondrial fragmentation in C. elegans In line with our observations in cultured cells, when expressed in C. elegans body wall muscles (BWMs) wt-αS led to dramatic alterations of mitochondrial morphology and also to mitochondrial fragmentation (Figure 5). As C. elegans BWMs contain a highly stereotyped planar arrangement of mitochondria (Figure 5A) they are particularly suited for the analysis of mitochondrial morphology. To visualize mitochondria, we used the transmembrane domain of the outer mitochondrial membrane protein TOM70 fused to CFP (Labrousse et al, 1999). Moderate expression of αS led to the formation of extremely thin and highly interconnected mitochondria (Figures 5B and D) in about 20–40% of the transgenic BWMs. However, the majority, 50–70% of αS-expressing BWMs contained highly fragmented mitochondria that are roundish in their appearance (Figures 5C and D) in all independent transgenic strains analysed. Strikingly, a similar mitochondrial fragmentation was observed in aged 7-day-old worms in the absence of exogenous αS expression (Figure 5E), suggesting that mitochondrial fragmentation also happens during the normal ageing process of the BWM tissue. C. elegans BWMs are particularly susceptible to ageing and have been shown to gradually and progressively deteriorate with age (Herndon et al, 2002). C. elegans mean life span is about 12–18 days. After reaching adulthood, C. elegans hermaphrodites lay all their eggs within approximately 3 days and then persist through a post-reproductive period were senescent decline is evident (Herndon et al, 2002). As C. elegans animals still grow after reaching adulthood, aged BWMs were bigger in size (Figure 5E). Interestingly, ectopic expression of αS accelerated the mitochondrial aging phenotype (Figures 5E and F). Figure 5.αS expression leads to mitochondrial fragmentation in C. elegans muscles and neurons. (A) In wild-type muscles without expression of αS, mitochondria are forming regular tubular structures. (B, C) Expression of human αS leads to changes in mitochondrial morphology, which can be classified into two categories: (B) very thin and highly interconnected tubules and (C) fragmented vesicular mitochondria. Sca
0
Citation444
0
Save
0

Anle138b: a novel oligomer modulator for disease-modifying therapy of neurodegenerative diseases such as prion and Parkinson’s disease

Jens Wagner et al.Apr 18, 2013
In neurodegenerative diseases such as Alzheimer’s disease (AD), Parkinson’s disease (PD) and prion diseases, deposits of aggregated disease-specific proteins are found. Oligomeric aggregates are presumed to be the key neurotoxic agent. Here we describe the novel oligomer modulator anle138b [3-(1,3-benzodioxol-5-yl)-5-(3-bromophenyl)-1H-pyrazole], an aggregation inhibitor we developed based on a systematic high-throughput screening campaign combined with medicinal chemistry optimization. In vitro, anle138b blocked the formation of pathological aggregates of prion protein (PrPSc) and of α-synuclein (α-syn), which is deposited in PD and other synucleinopathies such as dementia with Lewy bodies (DLB) and multiple system atrophy (MSA). Notably, anle138b strongly inhibited all prion strains tested including BSE-derived and human prions. Anle138b showed structure-dependent binding to pathological aggregates and strongly inhibited formation of pathological oligomers in vitro and in vivo both for prion protein and α-synuclein. Both in mouse models of prion disease and in three different PD mouse models, anle138b strongly inhibited oligomer accumulation, neuronal degeneration, and disease progression in vivo. Anle138b had no detectable toxicity at therapeutic doses and an excellent oral bioavailability and blood–brain-barrier penetration. Our findings indicate that oligomer modulators provide a new approach for disease-modifying therapy in these diseases, for which only symptomatic treatment is available so far. Moreover, our findings suggest that pathological oligomers in neurodegenerative diseases share structural features, although the main protein component is disease-specific, indicating that compounds such as anle138b that modulate oligomer formation by targeting structure-dependent epitopes can have a broad spectrum of activity in the treatment of different protein aggregation diseases.
0

The phenotypic spectrum of progressive supranuclear palsy: A retrospective multicenter study of 100 definite cases

Gesine Respondek et al.Nov 5, 2014
Abstract The phenotypic variability of progressive supranuclear palsy (PSP) may account for its frequent misdiagnosis, in particular in early stages of the disease. However, large multicenter studies to define the frequency and natural history of PSP phenotypes are missing. In a cohort of 100 autopsy‐confirmed patients we studied the phenotypic spectrum of PSP by retrospective chart review. Patients were derived from five brain banks with expertise in neurodegenerative disorders with referrals from multiple academic hospitals. The clinical characteristics of the 100 cases showed remarkable heterogeneity. Most strikingly, only 24% of cases presented as Richardson's Syndrome (RS), and more than half of the cases either showed overlapping features of several predescribed phenotypes, or features not fitting proposed classification criteria for PSP phenotypes. Classification of patients according to predominant clinical features in the first 2 years of the disease course allowed a more comprehensive description of the phenotypic spectrum. These predominance types differed significantly with regard to survival time and frequency of cognitive deficits. In summary, the phenotypic spectrum of PSP may be broader and more variable than previously described in single‐center studies. Thus, too strict clinical criteria defining distinct phenotypes may not reflect this variability. A more pragmatic clinical approach using predominance types could potentially be more helpful in the early recognition of and for making prognostic predictions for these patients. Given the limitations arising from the retrospective nature of this analysis, a systematic validation in a prospective cohort study is imperative. © 2014 International Parkinson and Movement Disorder Society
0
Citation319
0
Save
0

Distribution patterns of tau pathology in progressive supranuclear palsy

Gábor Kovács et al.May 7, 2020
Progressive supranuclear palsy (PSP) is a 4R-tauopathy predominated by subcortical pathology in neurons, astrocytes, and oligodendroglia associated with various clinical phenotypes. In the present international study, we addressed the question of whether or not sequential distribution patterns can be recognized for PSP pathology. We evaluated heat maps and distribution patterns of neuronal, astroglial, and oligodendroglial tau pathologies and their combinations in different clinical subtypes of PSP in postmortem brains. We used conditional probability and logistic regression to model the sequential distribution of tau pathologies across different brain regions. Tau pathology uniformly predominates in the neurons of the pallido-nigro-luysian axis in different clinical subtypes. However, clinical subtypes are distinguished not only by total tau load but rather cell-type (neuronal versus glial) specific vulnerability patterns of brain regions suggesting distinct dynamics or circuit-specific segregation of propagation of tau pathologies. For Richardson syndrome (n = 81) we recognize six sequential steps of involvement of brain regions by the combination of cellular tau pathologies. This is translated to six stages for the practical neuropathological diagnosis by the evaluation of the subthalamic nucleus, globus pallidus, striatum, cerebellum with dentate nucleus, and frontal and occipital cortices. This system can be applied to further clinical subtypes by emphasizing whether they show caudal (cerebellum/dentate nucleus) or rostral (cortical) predominant, or both types of pattern. Defining cell-specific stages of tau pathology helps to identify preclinical or early-stage cases for the better understanding of early pathogenic events, has implications for understanding the clinical subtype-specific dynamics of disease-propagation, and informs tau-neuroimaging on distribution patterns.
0
Citation298
0
Save
0

MicroRNAs in cerebrospinal fluid identify glioblastoma and metastatic brain cancers and reflect disease activity

Nadiya Teplyuk et al.Apr 4, 2012
An accurate, nonsurgical diagnostic test for brain tumors is currently unavailable, and the methods of monitoring disease progression are not fully reliable. MicroRNA profiling of biological fluids has recently emerged as a diagnostic tool for several pathologic conditions. Here we tested whether microRNA profiling of cerebrospinal fluid (CSF) enables detection of glioblastoma, discrimination between glioblastoma and metastatic brain tumors, and reflects disease activity. We determined CSF levels of several cancer-associated microRNAs for 118 patients diagnosed with different types of brain cancers and nonneoplastic neuropathologies by quantitative reverse transcription PCR analysis. The levels of miR-10b and miR-21 are found significantly increased in the CSF of patients with glioblastoma and brain metastasis of breast and lung cancer, compared with tumors in remission and a variety of nonneoplastic conditions. Members of the miR-200 family are highly elevated in the CSF of patients with brain metastases but not with any other pathologic conditions, allowing discrimination between glioblastoma and metastatic brain tumors. Quantification of as few as 7 microRNAs in CSF enables differential recognition of glioblastoma and metastatic brain cancer using computational machine learning tools (Support Vector Machine) with high accuracy (91%–99%) on a test set of samples. Furthermore, we show that disease activity and treatment response can be monitored by longitudinal microRNA profiles in the CSF of glioblastoma and non–small cell lung carcinoma patients. This study demonstrates that microRNA-based detection of brain malignancies can be reliably performed and that microRNAs in CSF can serve as biomarkers of treatment response in brain cancers.
Load More