Sequencing of the Arabidopsis thaliana root microbiome shows that its composition is strongly influenced by location, inside or outside the root, and by soil type. The association between a land plant and the soil microbes of the root microbiome is important for the plant's well-being. A deeper understanding of these microbial communities will offer opportunities to control plant growth and susceptibility to pathogens, particularly in sustainable agricultural regimes. Two groups, working separately but developing best-practice protocols in parallel, have characterized the root microbiota of the model plant Arabidopis thaliana. Working on two continents and with five different soil types, they reach similar general conclusions. The bacterial communities in each root compartment — the rhizosphere immediately surrounding the root and the endophytic compartment within the root — are most strongly influenced by soil type, and to a lesser degree by host genotype. In natural soils, Arabidopsis plants are preferentially colonized by Actinobacteria, Proteobacteria, Bacteroidetes and Chloroflexi species. And — an important point for future work — Arabidopsis root selectivity for soil bacteria under controlled environmental conditions mimics that of plants grown in a natural environment. Land plants associate with a root microbiota distinct from the complex microbial community present in surrounding soil. The microbiota colonizing the rhizosphere (immediately surrounding the root) and the endophytic compartment (within the root) contribute to plant growth, productivity, carbon sequestration and phytoremediation1,2,3. Colonization of the root occurs despite a sophisticated plant immune system4,5, suggesting finely tuned discrimination of mutualists and commensals from pathogens. Genetic principles governing the derivation of host-specific endophyte communities from soil communities are poorly understood. Here we report the pyrosequencing of the bacterial 16S ribosomal RNA gene of more than 600 Arabidopsis thaliana plants to test the hypotheses that the root rhizosphere and endophytic compartment microbiota of plants grown under controlled conditions in natural soils are sufficiently dependent on the host to remain consistent across different soil types and developmental stages, and sufficiently dependent on host genotype to vary between inbred Arabidopsis accessions. We describe different bacterial communities in two geochemically distinct bulk soils and in rhizosphere and endophytic compartments prepared from roots grown in these soils. The communities in each compartment are strongly influenced by soil type. Endophytic compartments from both soils feature overlapping, low-complexity communities that are markedly enriched in Actinobacteria and specific families from other phyla, notably Proteobacteria. Some bacteria vary quantitatively between plants of different developmental stage and genotype. Our rigorous definition of an endophytic compartment microbiome should facilitate controlled dissection of plant–microbe interactions derived from complex soil communities.

Sequencing of 16S rRNA gene tags is a popular method for profiling and comparing microbial communities. The protocols and methods used, however, vary considerably with regard to amplification primers, sequencing primers, sequencing technologies; as well as quality filtering and clustering. How results are affected by these choices, and whether data produced with different protocols can be meaningfully compared, is often unknown. Here we compare results obtained using three different amplification primer sets (targeting V4, V6-V8, and V7-V8) and two sequencing technologies (454 pyrosequencing and Illumina MiSeq) using DNA from a mock community containing a known number of species as well as complex environmental samples whose PCR-independent profiles were estimated using shotgun sequencing. We find that paired-end MiSeq reads produce higher quality data and enabled the use of more aggressive quality control parameters over 454, resulting in a higher retention rate of high quality reads for downstream data analysis. While primer choice considerably influences quantitative abundance estimations, sequencing platform has relatively minor effects when matched primers are used. Beta diversity metrics are surprisingly robust to both primer and sequencing platform biases.

Abstract Evaluating metagenomic software is key for optimizing metagenome interpretation and focus of the community-driven initiative for the Critical Assessment of Metagenome Interpretation (CAMI). In its second challenge, CAMI engaged the community to assess their methods on realistic and complex metagenomic datasets with long and short reads, created from ∼1,700 novel and known microbial genomes, as well as ∼600 novel plasmids and viruses. Altogether 5,002 results by 76 program versions were analyzed, representing a 22x increase in results. Substantial improvements were seen in metagenome assembly, some due to using long-read data. The presence of related strains still was challenging for assembly and genome binning, as was assembly quality for the latter. Taxon profilers demonstrated a marked maturation, with taxon profilers and binners excelling at higher bacterial taxonomic ranks, but underperforming for viruses and archaea. Assessment of clinical pathogen detection techniques revealed a need to improve reproducibility. Analysis of program runtimes and memory usage identified highly efficient programs, including some top performers with other metrics. The CAMI II results identify current challenges, but also guide researchers in selecting methods for specific analyses.

Abstract MicroRNAs (miRNAs) are small non-coding RNAs that control target gene expression, through sequence complementarity. Their roles in plants vary from regulating developmental processes to responding to abiotic and biotic stresses. Recently, small RNAs have been shown to play important roles in cross-kingdom communication, notably in plant-pathogen relationships. Plant miRNAs were even shown to regulate gene expression in the gut microbiota. Thus, we hypothesised that the same process happens in the rhizosphere which contributes to shaping plant microbial communities. To explore these questions, we performed small RNA sequencing in search of miRNAs in the rhizosphere of evolutionarily distant plants, Arabidopsis thaliana and Brachypodium distachyon . This revealed the presence of specific and shared rhizospheric plant miRNAs, which were all absent in unplanted soils. A subset of these miRNAs were also detected inside rhizospheric bacteria, but were missing in bacteria from unplanted soils, suggesting bacterial uptake of surrounding plant miRNAs. Furthermore, an in silico analysis indicated potential targets of these rhizospheric miRNAs in plant-associated bacterial genomes. To examine the function of these miRNAs, A. thaliana mutants, affected in their miRNA and/or siRNA (small interfering RNA) biosynthesis, were grown. Their rhizospheric microbial communities were significantly disrupted in comparison with wild-type plants. This work makes an important contribution to the field of rhizospheric plant-microbe interactions and offers some significant insights into the potential of plant miRNAs for microbiota engineering.

A bstract Salmonids are characterized by a large diversity of life histories, but their study is often limited by the imperfect observation of the true state of an individual in the wild. Challenged by the need to reduce uncertainty of empirical data, recent development in medical imaging techniques offered new opportunities to assess precocious maturation in Atlantic salmon parr. Traditional phenotypic (external) examination and ultrasound (internal) examination were compared and recommendations on fish handling and ultrasound image interpretation are provided. By allowing to see the unseen, portable ultrasound imaging offers great opportunities for ecological studies in the wild, such as the assessment of individual sexual maturation.

Abstract Next-generation sequencing is recognized as one of the most popular and cost-effective way of characterizing microbiome in multiple samples. However, most of the currently available amplicon sequencing approaches are inherently limited, as they are often presented based on the relative abundance of microbial taxa, which may not fully represent actual microbiome profiles. Here, we combined amplicon sequencing (16S rRNA gene for bacteria and ITS region for fungi) with real-time quantitative PCR (qPCR) to characterize the rhizosphere microbiome of wheat. We show that the increase in relative abundance of major microbial phyla does not necessarily result in an increase in abundance. One striking observation when comparing relative and quantitative abundances was a substantial increase in the abundance of almost all phyla associated with the rhizosphere of plants grown in soil with no history of water stress as compared with the rhizosphere of plants growing in soil with a history of water stress, which was in contradiction with the trends observed in the relative abundance data. Our results suggest that the estimated absolute abundance approach gives a different perspective than the relative abundance approach, providing complementary information that helps to better understand the rhizosphere microbiome.

Abstract Rhizodegradation is a promising cleanup technology where microorganisms degrade soil contaminants in the rhizosphere. A symbiotic relationship is expected to occur between plant roots and soil microorganisms in contaminated soils that enhance natural microbial degradation in soils. However, little is known about how this initial microbiota influences the rhizodegradation outcome in a context of different soil microbiotas. Recent studies have hinted that soil initial diversity has a determining effect on the outcome of contaminant degradation. To test this hypothesis, we planted (P) or not (NP) balsam poplars ( Populus balsamifera ) in two soils of contrasting diversity (agricultural and forest) that were contaminated or not with 50 mg kg -1 of phenanthrene (PHE). The DNA from the rhizosphere of the P and the bulk soil of the NP pots was extracted and the bacterial genes encoding for the 16S rRNA, the PAH ring-hydroxylating dioxygenase alpha subunits (PAH-RHDα) of gram-positive (GP) and gram-negative (GN) bacteria, and the fungal ITS region were sequenced to characterize the microbial communities. and the abundance of the PAH-RHDα genes were also quantified by real-time quantitative PCR. Plant presence had a significant effect on PHE degradation only in the forest soil, whereas both NP and P agricultural soils degraded the same amount of PHE. Bacterial communities were principally affected by the soil type, and upon contamination the dominant PAH degrading community was similarly constrained by soil type. Our results highlight the crucial importance of soil microbial and physicochemical characteristics in the outcome of rhizoremediation.

Abstract Crop breeding has traditionally ignored the plant-associated microbial communities. Consideration of the interactions between plant genotype and associated microbiota is of value since different genotypes of the same crop often harbor distinct microbial communities which can influence the plant phenotype. However, recent studies have reported contrasting results, which led us to hypothesize that the effect of genotype is constrained by time (growth stage, year) and space (plant compartment). To test this hypothesis, we sampled bulk soil, rhizosphere soil and roots of 10 wheat genotypes, twice per year, for 4 years. DNA was extracted and regions of the bacterial 16S rRNA and CPN60 genes and the fungal ITS region were amplified and sequenced. The effect of genotype was highly contingent on the time of sampling and on the plant compartment sampled. Only for a few sampling dates, were the microbial communities significantly different across genotypes. The effect of genotype was most often significant for root microbial communities. The three marker genes used provided a highly coherent picture of the effect of genotype. Taken together, our results confirm that microbial communities in the plant environment strongly vary temporally and spatially and that this can mask the effect of genotype.

Abstract Microorganisms can improve plant resistance to drought through various mechanisms such as the production of plant hormones, osmolytes, antioxidants, and exopolysaccharides. It is, however, unclear how previous exposure to water stress affects the functional capacity of the soil microbial community to help plants resist drought. We compared two soils that had either a continuous or intermittent water stress history for almost forty years. We grew wheat in these soils and subjected it to a water stress, after which we collected the rhizosphere soil and shotgun sequenced its metagenome. Wheat growing in the soil with an intermittent water stress history maintained a higher fresh biomass when subjected to water stress. Genes related to resistance to drought were more abundant in the metagenome and more prevalent, diversified, and redundant in the metagenome assembled genomes of the soil with an intermittent water stress history as compared to the soil with a continuous water stress history. We suggest that an intermittent water stress history selects for generalists that are adapted to both low and replete water contents, and that these generalists harbor a larger repertoire of genes beneficial for life under water stress.

Abstract Crops associate with microorganisms that help their resistance to biotic. However, it is not clear how the different partners of this association react during exposure to stresses. This knowledge is needed to target the right partners when trying to adapt crops to climate change. Here, we grew wheat in the field under rainout shelters that let through 100%, 75%, 50% and 25% of the precipitation. At the peak of the growing season, we sampled plant roots and rhizosphere, and extracted and sequenced their RNA. We compared the 100% and the 25% treatments using differential abundance analysis. In the roots, most of the differentially abundant (DA) transcripts belonged to the fungi, and most were more abundant in the 25% precipitation treatment. About 10% of the DA transcripts belonged to the plant and most were less abundant in the 25% precipitation treatment. In the rhizosphere, most of the DA transcripts belonged to the bacteria and were generally more abundant in the 25% precipitation treatment. Taken together, our results show that the transcriptomic response of the wheat holobiont to decreasing precipitation levels is more intense for the fungal and bacterial partners than for the plant.