Abstract Cell-free protein synthesis systems that can be lyophilized for long-term, nonrefrigerated storage and transportation have the potential to enable decentralized biomanufacturing. However, increased thermostability and decreased reaction cost are necessary for further technology adoption. Here, we identify maltodextrin as an additive to cell-free reactions that can act as both a lyoprotectant to increase thermostability, as well as a lowcost energy substrate. As a model, we apply optimized formulations to produce conjugate vaccines for ~$0.50 per dose after storage at room temperature or 37 °C for up to 4 weeks and ~$1.00 per dose after storage at 50 °C for up to 4 weeks. We show that these conjugates generate bactericidal antibodies against enterotoxigenic E. coli (ETEC) O78 O-polysaccharide, a pathogen responsible for diarrheal disease, in immunized mice. We anticipate that our lowcost, thermostable cell-free glycoprotein synthesis system will enable new models of medicine biosynthesis and distribution that bypass cold-chain requirements.

Abstract The twin-arginine translocation (Tat) pathway involves an inbuilt quality control (QC) system that synchronizes proofreading of substrate protein folding with lipid bilayer transport. However, the molecular details of this QC mechanism remain poorly understood. Here, we hypothesized that the conformational state of Tat substrates is directly sensed by the TatB component of the bacterial Tat translocase. In support of this hypothesis, several TatB variants in which the cytoplasmic membrane-extrinsic domain was either truncated or mutated in the vicinity of a conserved, highly flexible α-helical domain were observed to form functional translocases in vivo that had compromised QC activity as evidenced by the uncharacteristic export of several misfolded protein substrates. In vitro folding experiments revealed that the membrane-extrinsic domain of TatB possessed general chaperone activity, transiently binding to highly structured, partially unfolded intermediates of a model protein, citrate synthase, thereby preventing its irreversible aggregation and stabilizing the active species. Collectively, these results suggest that the Tat translocase may use chaperone-like client recognition to monitor the conformational status of its substrates.

Abstract Cell-free gene expression (CFE) systems from crude cellular extracts have attracted much attention for accelerating the design of cellular function, on-demand biomanufacturing, portable diagnostics, and educational kits. Many essential biological processes that could endow CFE systems with desired functions, such as protein glycosylation, rely on the activity of membrane-bound components. However, without the use of synthetic membrane mimics, activating membrane-dependent functionality in bacterial CFE systems remains largely unstudied. Here, we address this gap by characterizing native, cell-derived membrane vesicles in Escherichia coli -based CFE extracts and describing methods to enrich vesicles with heterologous, membranebound machinery. We first use nanocharacterization techniques to show that lipid vesicles in CFE extracts are tens to hundreds of nanometers across, and on the order of ~3×10 12 particles/mL. We then determine how extract processing methods, such as post-lysis centrifugation, can be used to modulate concentrations of membrane vesicles in CFE systems. By tuning these methods, we show that increasing the number of vesicle particles to ~7×10 12 particles/mL can be used to increase concentrations of heterologous membrane protein cargo expressed prior to lysis. Finally, we apply our methods to enrich membrane-bound oligosaccharyltransferases and lipid-linked oligosaccharides for improving N -linked and O -linked glycoprotein synthesis. We anticipate that our findings will facilitate in vitro gene expression systems that require membrane-dependent activities and open new opportunities in glycoengineering.

Abstract We describe a facile and robust genetic selection for isolating full-length IgG antibodies from combinatorial libraries expressed in the cytoplasm of the genetically engineered Escherichia coli strain, SHuffle. The method is based on the transport of a bifunctional substrate comprised of an antigen fused to chloramphenicol acetyltransferase, which allows positive selection of bacterial cells co-expressing cytoplasmic IgGs called ‘cyclonals’ that specifically capture the chimeric antigen and sequester the antibiotic resistance marker in the cytoplasm. The selective power of this approach was demonstrated by facile isolation of novel complementarity-determining regions for a cyclonal that specifically recognized the basic-region leucine zipper domain of the yeast transcriptional activator protein Gcn4.

Abstract Engineered outer membrane vesicles (OMVs) derived from laboratory strains of bacteria are a promising technology for the creation of non-infectious, nanoparticle vaccines against diverse pathogens. As mimics of the bacterial cell surface, OMVs offer a molecularly-defined architecture for programming repetitive, high-density display of heterologous antigens in conformations that elicit strong B and T cell immune responses. However, antigen display on the surface of OMVs can be difficult to control and highly variable due to bottlenecks in protein expression and localization to the outer membrane of the host cell, especially for bulky and/or complex antigens. To address this shortcoming, we created a universal approach called AddVax (avidin-based dock- and-display for vaccine antigen cross (x)-linking) whereby virtually any antigen that is amenable to biotinylation can be linked to the exterior of OMVs whose surfaces are remodeled with multiple copies of a synthetic antigen receptor (SNARE) comprised of an outer membrane scaffold protein fused to a member of the avidin family. We show that SNARE-OMVs can be readily decorated with a molecularly diverse array of biotinylated subunit antigens, including globular and membrane proteins, glycans and glycoconjugates, haptens, lipids, and short peptides. When the resulting OMV formulations were injected in wild-type BALB/c mice, strong antigen-specific antibody responses were observed that depended on the physical coupling between the antigen and SNARE-OMV delivery vehicle. Overall, these results demonstrate AddVax as a modular platform for rapid self-assembly of antigen-studded OMVs with the potential to accelerate vaccine generation, respond rapidly to pathogen threats in humans and animals, and simplify vaccine stockpiling.

ABSTRACT Enterotoxigenic Escherichia coli (ETEC) is the primary etiologic agent of traveler’s diarrhea and a major cause of diarrheal disease and death worldwide, especially in infants and young children. Despite significant efforts over the past several decades, an affordable vaccine that significantly reduces mortality and morbidity associated with moderate to severe diarrhea among children under the age of 5 years remains an unmet aspirational goal. Here, we describe robust, cost-effective biosynthetic routes that leverage glycoengineered strains of non-pathogenic Escherichia coli or their cell-free extracts for producing conjugate vaccine candidates against two of the most prevalent O serogroups of ETEC, O148 and O78. Specifically, we demonstrate site-specific installation of O-antigen polysaccharides (O-PS) corresponding to these serogroups onto licensed carrier proteins using the oligosaccharyltransferase PglB from Campylobacter jejuni . The resulting conjugates stimulate strong O-PS-specific humoral responses in mice and elicit IgG antibodies that possess bactericidal activity against the cognate pathogens. We also show that one of the prototype conjugates decorated with serogroup O148 O-PS confers protection against ETEC infection in mice. We anticipate that our bacterial cell-based and cell-free platforms will enable creation of multivalent formulations with the potential for broad ETEC serogroup protection and increased access through low-cost biomanufacturing.

Abstract As a common protein modification, asparagine-linked ( N- linked) glycosylation has the capacity to greatly influence the biological and biophysical properties of proteins. However, the routine use of glycosylation at naïve sites as a strategy for engineering proteins with advantageous properties is currently limited by our inability to construct large collections of glycoproteins for interrogating the structural and functional consequences of glycan installation. To address this challenge, we describe a combinatorial strategy termed shotgun scanning glycomutagenesis (SSGM) in which DNA libraries encoding all possible glycosylation site variants of a given protein are constructed and subsequently expressed in glycosylation-competent bacteria, thereby enabling rapid determination of glycosylatable sites in the protein. Moreover, the resulting neoglycoproteins can be readily subjected to available medium- to high-throughput assays, making it possible to systematically investigate the structural and functional consequences of glycan conjugation along a protein backbone. The utility of this approach was demonstrated with three different acceptor proteins, namely bacterial immunity protein Im7, bovine pancreatic ribonuclease A, and a human anti-HER2 single-chain Fv antibody, all of which were found to tolerate N- glycan attachment at a large number of positions and with relatively high efficiency. The stability and activity of many glycovariants was measurably altered by the N- linked glycan in a manner that critically depended on the precise location of the modification. Importantly, we anticipate that our workflow for creating and characterizing large ensembles of neoglycoproteins should provide access to unexplored regions of glycoprotein structural space and to custom-made glycoproteins with desirable properties.

Asparagine-linked (N -linked) glycosylation is the most common protein modification in eukaryotes, affecting over two-thirds of the proteome. Glycosylation is also critical to the pharmacokinetic activity and immunogenicity of many therapeutic proteins currently produced in complex eukaryotic hosts. The discovery of a protein glycosylation pathway in the pathogen Campylobacter jejuni and its subsequent transfer into laboratory strains of Escherichia coli has spurred great interest in glycoprotein production in prokaryotes. However, prokaryotic glycoprotein production has several drawbacks, including insufficient availability of non-native glycan precursors. To address this limitation, we used a constraint-based model of E. coli metabolism in combination with heuristic optimization to design gene knockout strains that overproduced glycan precursors. First, we incorporated reactions associated with C. jejuni glycan assembly into a genome-scale model of E. coli metabolism. We then identified gene knockout strains that coupled optimal growth to glycan synthesis. Simulations suggested that these growth-coupled glycan overproducing strains had metabolic imbalances that rerouted flux toward glycan precursor synthesis. We then validated the model-identified knockout strains experimentally by measuring glycan expression using a flow cytometric-based assay involving fluorescent labeling of cell surface-displayed glycans. Overall, this study demonstrates the promising role that metabolic modeling can play in optimizing the performance of a next-generation microbial glycosylation platform.

Prostate cancer is the most common cancer in men and the second leading cause of cancer related death in the United States. Androgens, such as testosterone, are required for androgen dependent prostate cancer (ADPC) growth. Androgen ablation in combination with radiation or chemotherapy remains the primary non-surgical treatment for ADPC. However, androgen ablation typically fails to permanently arrest cancer progression, often resulting in castration resistant prostate cancer (CRPC). In this study, we analyzed a population of mathematical models that described the integration of androgen and mitogenic signaling in androgen dependent and independent prostate cancer. An ensemble of model parameters was estimated from 43 studies of signaling in androgen dependent and resistant LNCaP cell lines. The model population was then validated by comparing simulations with an additional 33 data sets from LNCaP cell lines and clinical trials. Analysis of the model population suggested that simultaneously targeting the PI3K and MAPK pathways in addition to anti-androgen therapies could be an effective treatment for CRPC. We tested this hypothesis in both ADPC LNCaP cell lines and LNCaP derived CRPC C4-2 cells using three inhibitors: the androgen receptor inhibitor MDV3100 (enzalutamide), the Raf kinase inhibitor sorafenib, and the PI3K inhibitor LY294002. Consistent with model predictions, cell viability decreased at 72 hrs in the dual and triple inhibition cases in both the LNCaP and C4-2 cell lines, compared to treatment with any single inhibitor. Taken together, this study suggested that crosstalk between the androgen and mitogenic signaling axes led to robustness of CRPC to any single inhibitor. Model analysis predicted potentially efficacious target combinations which were confirmed by experimental studies in multiple cell lines, thereby illustrating the potentially important role that mathematical modeling can play in cancer.

Synthesis of homogenous glycans in quantitative yields represents a major bottleneck to the production of molecular tools for glycoscience, such as glycan microarrays, affinity resins, and reference standards. Here, we describe a combined biological/enzymatic method termed bioenzymatic synthesis that is capable of efficiently converting microbially-derived precursor oligosaccharides into structurally uniform human-type N-glycans. Unlike starting material obtained by chemical synthesis or direct isolation from natural sources, which can be time consuming and costly to generate, bioenzymatic synthesis involves precursors derived from renewable sources including wild-type Saccharomyces cerevisiae glycoproteins and lipid-linked oligosaccharides from glycoengineered Escherichia coli. Following deglycosylation of these biosynthetic precursors, the resulting microbial oligosaccharides are subjected to a greatly simplified purification scheme followed by structural remodeling using commercially available and recombinantly produced glycosyltransferases including key N-acetylglucosaminyltransferases (e.g., GnTI, GnTII, and GnTIV) involved in early remodeling of glycans in the mammalian glycosylation pathway. Using this approach, preparative quantities of hybrid and complex-type N-glycans including asymmetric multi-antennary structures were generated all without the need of a specialized skillset. Collectively, our results reveal bioenzymatic synthesis to be a user-friendly methodology for rapidly supplying homogeneous oligosaccharide structures that can be used to understand the human glycome and probe the biological roles of glycans in health and disease.