Outside In Acquisition and analysis of large data sets promises to move us toward a greater understanding of the mechanisms by which biological systems are dynamically regulated to respond to external cues. Now, two papers explore the responses of a bacterium to changing nutritional conditions (see the Perspective by Chalancon et al. ). Nicolas et al. (p. 1103 ) measured transcriptional regulation for more than 100 different conditions. Greater amounts of antisense RNA were generated than expected and appeared to be produced by alternative RNA polymerase targeting subunits called sigma factors. One transition, from malate to glucose as the primary nutrient, was studied in more detail by Buescher et al. (p. 1099 ) who monitored RNA abundance, promoter activity in live cells, protein abundance, and absolute concentrations of intracellular and extracellular metabolites. In this case, the bacteria responded rapidly and largely without transcriptional changes to life on malate, but only slowly adapted to use glucose, a shift that required changes in nearly half the transcription network. These data offer an initial understanding of why certain regulatory strategies may be favored during evolution of dynamic control systems.

Carbon catabolite repression (CCR) is a regulatory mechanism by which the expression of genes required for the utilization of secondary sources of carbon is prevented by the presence of a preferred substrate. This enables bacteria to increase their fitness by optimizing growth rates in natural environments providing complex mixtures of nutrients. In most bacteria, the enzymes involved in sugar transport and phosphorylation play an essential role in signal generation leading through different transduction mechanisms to catabolite repression. The actual mechanisms of regulation are substantially different in various bacteria. The mechanism of lactose-glucose diauxie in Escherichia coli has been reinvestigated and was found to be caused mainly by inducer exclusion. In addition, the gene encoding HPr kinase, a key component of CCR in many bacteria, was discovered recently.

Integrative in-cell structural biology In bacteria, RNA polymerases can associate with ribosomes to form transcription-translation units called expressomes. Multiple models based on structural data of in vitro reconstitution assays have been proposed for how the two machineries interface with one another. Understanding this bacteria-specific coupling mechanism offers insight regarding the central dogma of molecular biology and might be leveraged for antibiotic development. O'Reilly et al. found that the NusA protein interfaces between the two complexes. The authors combined cryo–electron tomography and cross-linking mass spectrometry to produce an integrative model of the transcribing, translating expressome of Mycoplasma pneumoniae obtained entirely from in-cell data. This approach contributes to the development of in-cell structural biology. Science , this issue p. 554

Living cells are made up of individual parts, i.e. the genome, the proteins, the RNA and lipid molecules as well as the metabolites and ions. However, life depends on the functional interaction among these components which is often organized in networks. Here, we present the recent development of SubtiWiki, the integrated database for the model bacterium Bacillus subtilis (http://subtiwiki.uni-goettingen.de/). SubtiWiki is based on a relational database and provides access to published information about the genes and proteins of B. subtilis and about metabolic and regulatory pathways. We have included a network visualization tool that can be used to visualize regulatory as well as protein-protein interaction networks. The resulting interactive graphical presentations allow the user to detect novel associations and thus to develop novel hypotheses that can then be tested experimentally. To facilitate the mobile use of SubtiWiki, we provide enhanced versions of the SubtiWiki App that are available for iOS and Android devices. Importantly, the App allows to link private notes and pictures to the gene/protein pages that can be synchronized on multiple devices. SubtiWiki has become one of the most complete resources of knowledge on a living organism.

Lactococcus lactis is a promising candidate for the development of mucosal vaccines. More than 20 years of experimental research supports this immunization approach. In addition, 3´ 5´- cyclic di-adenosine monophosphate (c-di-AMP) is a bacterial second messenger that plays a key role in the regulation of diverse physiological functions (potassium and cellular wall homeostasis, among others). Moreover, recent studies showed that c-di-AMP has a strong mucosal adjuvant activity that promotes both humoral and cellular immune responses. In this study, we report the development of a novel mucosal vaccine prototype based on a genetically engineered L. lactis strain. First, we demonstrate that homologous expression of cdaA gene in L. lactis is able to increase c-di-AMP levels. Thus, we hypothesized that in vivo synthesis of the adjuvant can be combined with production of an antigen of interest in a separate form or jointly in the one same strain. Therefore, a specifically designed fragment of the trans-sialidase (TScf) enzyme from the Trypanosoma cruzi parasite, the etiological agent of Chagas disease, was selected to evaluate as proof of concept the immune response triggered by our vaccine prototypes. Consequently, we found that oral administration of a L. lactis strain expressing antigenic TScf combined with another L. lactis strain producing the adjuvant c-di-AMP could elicit a TS-specific immune response. Also, an additional L. lactis strain containing a single plasmid with both cdaA and tscf genes under the Pcit and Pnis promoters respectively, was also able to elicit a specific immune response. Thus, the current report is the first one to describe an engineered L. lactis strain that simultaneously synthesizes the adjuvant c-di-AMP as well as a heterologous antigen in order to develop a simple and economical system for the formulation of vaccine prototypes using a food grade lactic acid bacterium.

Abstract Structural biology performed inside cells can capture molecular machines in action within their native context. Here we develop an integrative in-cell structural approach using the genome-reduced human pathogen Mycoplasma pneumoniae . We combine whole-cell crosslinking mass spectrometry, cellular cryo-electron tomography, and integrative modeling to determine an in-cell architecture of a transcribing and translating expressome at sub-nanometer resolution. The expressome comprises RNA polymerase (RNAP), the ribosome, and the transcription elongation factors NusG and NusA. We pinpoint NusA at the interface between a NusG-bound elongating RNAP and the ribosome, and propose it could mediate transcription-translation coupling. Translation inhibition dissociates the expressome, whereas transcription inhibition stalls and rearranges it, demonstrating that the active expressome architecture requires both translation and transcription elongation within the cell.

Summary Accurately modeling the structures of proteins and their complexes using artificial intelligence is revolutionizing molecular biology. Experimental data enables a candidate-based approach to systematically model novel protein assemblies. Here, we use a combination of in-cell crosslinking mass spectrometry, cofractionation mass spectrometry (CoFrac-MS) to identify protein-protein interactions in the model Gram-positive bacterium Bacillus subtilis . We show that crosslinking interactions prior to cell lysis reveals protein interactions that are often lost upon cell lysis. We predict the structures of these protein interactions and others in the Subti Wiki database with AlphaFold-Multimer and, after controlling for the false-positive rate of the predictions, we propose novel structural models of 153 dimeric and 14 trimeric protein assemblies. Crosslinking MS data independently validates the AlphaFold predictions and scoring. We report and validate novel interactors of central cellular machineries that include the ribosome, RNA polymerase and pyruvate dehydrogenase, assigning function to several uncharacterized proteins. Our approach uncovers protein-protein interactions inside intact cells, provides structural insight into their interaction interface, and is applicable to genetically intractable organisms, including pathogenic bacteria.

Abstract Many bacteria use cyclic di-AMP as a second messenger to control potassium and osmotic homeostasis. In Bacillus subtilis , several c-di-AMP binding proteins and RNA molecules have been identified. Most of these targets play a role in controlling potassium uptake and export. In addition, c-di-AMP binds to two conserved target proteins of unknown function, DarA and DarB, that exclusively consist of the c-di-AMP binding domain. Most likely these proteins transduce their signal by regulatory interactions with other proteins. Here, we have investigated the function of the c-di-AMP-binding protein DarB in B. subtilis , a protein consisting of two CBS (cystathionine-beta synthase) domains. We have used an unbiased search for DarB interaction partners and identified the (p)ppGpp synthetase/hydrolase Rel as a major interaction partner of DarB. (p)ppGpp is another second messenger that is formed upon amino acid starvation and under other stress conditions to stop translation and active metabolism. The interaction between DarB and Rel only takes place if the bacteria grow at very low potassium concentrations and intracellular levels of c-di-AMP are low. Indeed, c-di-AMP inhibits the binding of DarB to Rel. The interaction results in the Rel-dependent accumulation of pppGpp. Our results link potassium and c-di-AMP signaling to the stringent response and thus to the global control of cellular physiology.

ABSTRACT RNA turnover is essential in all domains of life. The endonuclease RNase Y ( rny ) is one of the key components involved in RNA metabolism of the model organism Bacillus subtilis . Essentiality of RNase Y has been a matter of discussion, since deletion of the rny gene is possible, but leads to severe phenotypic effects. In this work, we demonstrate that the rny mutant strain rapidly evolves suppressor mutations to at least partially alleviate these defects. All suppressor mutants had acquired a duplication of an about 60 kb long genomic region encompassing genes for all three core subunits of the RNA polymerase – α, β, β′. When the duplication of the RNA polymerase genes was prevented by relocation of the rpoA gene in the B. subtilis genome, all suppressor mutants carried distinct single point mutations in evolutionary conserved regions of genes coding either for the β or β’ subunits of the RNA polymerase that were not tolerated by wild type bacteria. In vitro transcription assays with the mutated polymerase variants showed massive decreases in transcription efficiency. Altogether, our results suggest a tight cooperation between RNase Y and the RNA polymerase to establish an optimal RNA homeostasis in B. subtilis cells.

Summary Glutamate serves as the major cellular amino group donor. In Bacillus subtilis , glutamate is synthesized by the combined action of the glutamine synthetase and the glutamate synthase (GOGAT). The glutamate dehydrogenases are devoted to glutamate degradation in vivo . To keep the cellular glutamate concentration high, the genes and the encoded enzymes involved in glutamate biosynthesis and degradation need to be tightly regulated depending on the available carbon and nitrogen sources. Serendipitously, we found that the inactivation of the ansR and citG genes encoding the repressor of the ansAB genes and the fumarase, respectively, enables the GOGAT-deficient B. subtilis mutant to synthesize glutamate via a non-canonical fumarate-based ammonium assimilation pathway. We also show that the de-repression of the ansAB genes is sufficient to restore aspartate prototrophy of an aspB aspartate transaminase mutant. Moreover, with excess nitrogen, B. subtilis mutants lacking fumarase activity show a growth defect that can be relieved by aspB overexpression, by reducing arginine uptake and by decreasing the metabolic flux through the TCA cycle. It will be interesting to investigate whether the B. subtilis strain using the alternative glutamate biosynthesis route can evolve in such a way that it robustly grows during nitrogen limitation and excess.