Abstract Aneuploidy compromises genomic stability, often leading to embryo inviability, and is frequently associated with tumorigenesis and aging. Different aneuploid chromosome stoichiometries lead to distinct transcriptomic and phenotypic changes, making it helpful to study aneuploidy in tightly controlled genetic backgrounds. By deploying the engineered SCRaMbLE system to the newly synthesized Sc2.0 megabase chromosome VII ( synVII ), we constructed a synthetic disomic yeast and screened hundreds of SCRaMbLEd derivatives with diverse chromosomal rearrangements. Phenotypic characterization and multi-omics analysis revealed that fitness defects associated with aneuploidy could be restored by i) removing most of the chromosome content, or ii) modifying specific regions in the duplicated chromosome. These findings indicate that both chromosome copy number and chromosomal regions contribute to the aneuploidy-related phenotypes, and the synthetic yeast resource opens new paradigms in studying aneuploidy. In brief Use of SCRaMbLE and newly synthesized Mb-scale Sc2.0 chromosome VII enables insights into genotype/phenotype relationships associated with aneuploidy Highlights De novo design and synthesis of a Mb-scale synthetic yeast chromosome VII, carrying 11.8% sequence modifications and representing nearly 10% of the yeast genome. A disomic yeast (n + synVII ) is constructed for dissecting the aneuploidy phenotype SCRaMbLE enables systematic exploration of regions causing aneuploidy phenotypes Chromosomal copy number and content both contribute to aneuploidy phenotypes A 20 Kb deletion on the right arm of synVII leads to fitness improvement linked to up-regulation of protein synthesis

Abstract Here we report the design, construction and characterization of a tRNA neochromosome, a designer chromosome that functions as an additional, de novo counterpart to the native complement of Saccharomyces cerevisiae . Intending to address one of the central design principles of the Sc2.0 project, the ∼190 kb tRNA neochromosome houses all 275 relocated nuclear tRNA genes. To maximize stability, the design incorporated orthogonal genetic elements from non- S. cerevisiae yeast species. Furthermore, the presence of 283 rox recombination sites enable an orthogonal SCRaMbLE system capable of adjusting tRNA abundance. Following construction, we obtained evidence of a potent selective force once the neochromosome was introduced into yeast cells, manifesting as a spontaneous doubling in cell ploidy. Furthermore, tRNA sequencing, transcriptomics, proteomics, nucleosome mapping, replication profiling, FISH and Hi-C were undertaken to investigate questions of tRNA neochromosome behavior and function. Its construction demonstrates the remarkable tractability of the yeast model and opens up new opportunities to directly test hypotheses surrounding these essential non-coding RNAs. Highlights De novo design, construction and functional characterization of a neochromosome containing all 275 nuclear tRNA genes of Saccharomyces cerevisiae . Increasing the copy number of the 275 highly expressed tRNA genes causes cellular burden, which the host cell likely buffers either by selecting for partial tRNA neochromosome deletions or by increasing its ploidy. The tRNA neochromosome can be chemically extracted and transformed into new strain backgrounds, enabling its transplantation into multi-synthetic chromosome strains to finalize the Sc2.0 strain. Comprehensive functional characterization does not pinpoint a singular cause for the cellular burden caused by the tRNA neochromosome, but does reveal novel insights into its tRNA and structural chromosome biology.

SUMMARY The genome of an organism is inherited from its ancestor and keeps evolving over time, however, how much the current version could be altered remains unknown. Here, we use the left arm of chromosome XII ( chrXIIL ) as an example to probe the genome plasticity in Saccharomyces cerevisiae . A neochromosome was designed to harbor originally dispersed genes. The essentiality of sequences in chrXIIL was dissected by targeted DNA removal, chromosome truncation and random deletion. Notably, 12 genes were sufficient for survival, while 25 genes are required to retain robust fitness. Next, we demonstrated these genes could be reconstructed using synthetic regulatory sequences and recoded open-reading frames with “one-amino-acid-one-codon” strategy. Finally, we built a neochromsome, which could substitute for chrXIIL for cell viability, with these reconstructed genes. Our work not only highlights the high plasticity of yeast genome, but also illustrates the possibility of making functional chromosomes with completely artificial sequences. HIGHLIGHTS A neochromosome was designed to facilitate the assembly of exogenous DNA for stable expression in yeast The left arm of chrXII could be minimized to just 12 genes to maintain viability, but additional genes were required to retain robust fitness Comprehensive recoding and transcriptional refactoring using artificial regulatory sequences produced a functional chromosome arm A completely reconstructed neochromosome could replace the chrXIIL to maintain comparable fitness

Summary In eukaryotic genomes, ribosomal DNA (rDNA) generally resides as a highly repetitive and dynamic structure, making it difficult to study. Here, a synthetic rDNA array on chromosome III in budding yeast was constructed to serve as the sole source of rRNA. Utilizing the loxPsym site within each rDNA repeat and the Cre recombinase, we were able to reduce the copy number to as few as eight copies. Additionally, we constructed strains with two or three rDNA arrays, and found that the presence of multiple arrays did not affect the formation of a single nucleolus. Although alteration on the position and number of rDNA arrays did impact three-dimensional genome structure, the additional rDNA arrays had no deleterious influence on cell growth or transcriptomes. Together, this study sheds light on the high plasticity of rDNA organization and opens up opportunities for future rDNA engineering. Highlights A method was established for efficient construction of synthetic rDNA arrays in budding yeast The rDNA repeats in a haploid yeast can be reduced to as few as eight copies to support cell viability Yeast cells with two or three DNA arrays on distinct chromosomes form a single nucleolus. Dispersed rDNA arrays result in no deleterious influence on cell growth or transcriptomes.

Protein, as the major executer for cell progresses and functions, its abundance and the level of post-translational modifications, are tightly monitored by regulators. Genetic perturbation could help us to understand the relationships between genes and protein functions. Herein, we developed a cell lysate microarray on kilo-conditions (CLICK) from 4,837 yeast knockout (YKO) strains and 322 temperature-sensitive mutant strains to explore the impact of the genome-wide interruption on certain protein. Taking histone marks as examples, a general workflow was established for the global identification of upstream regulators. Through a single CLICK array test, we obtained a series of regulators for H3K4me3 which covers most of the known regulators in Saccharomyces cerevisiae. We also noted that several group of proteins that are linked to negatively regulation of H3K4me3. Further, we discovered that Cab4p and Cab5p, two key enzymes of CoA biosynthesis, play central roles in histone acylation. Because of its general applicability, CLICK array could be easily adopted to rapid and global identification of upstream protein/enzyme(s) that regulate/modify the level of a protein or the posttranslational modification of a non-histone protein.

Summary Genomic rearrangements contribute to gene copy number alterations, disruption of protein-coding sequences and/or perturbation of cis-regulatory networks. SCRaMbLE, a Cre/loxP-based system implanted in synthetic yeast chromosomes, can effectively introduce genomic rearrangements, and is thus a potential tool to study genomic rearrangements. However, the potential of SCRaMbLE to study genomic rearrangements is currently hindered, because a strain containing all 16 synthetic chromosomes is not yet available. Here, we constructed a yeast strain, SparLox83, containing 83 loxPsym sites distributed across all 16 chromosomes, with at least two sites per chromosome. Inducing Cre recombinase expression in SparLox83 produced versatile genome-wide genomic rearrangements, including inter-chromosomal events. Moreover, SCRaMbLE of the hetero-diploid strains derived from crossing SparLox83 with strains possessing synthetic chromosome III (synIII) from the Sc2.0 project led to increased diversity of genomic rearrangements and relatively faster evolution of traits compared to a strain with only synIII. Analysis of these evolved strains demonstrates that genomic rearrangements can perturb the transcriptome and 3D genome structure and can consequently impact phenotypes. In summary, a genome with sparsely distributed loxPsym sites can serve as a powerful tool to study the consequence of genomic rearrangements and help accelerate strain engineering in Saccharomyces cerevisiae.

A new 1,3,4-oxadiazole derivative (BPOXD-B8) was synthesized. The emission properties of BPOXD-B8 in different solutions were studied. BPOXD-B8 could form organogels in different solvents, especially in methanol. The gelation and self-assembly properties of BPOXD-B8 were investigated by SEM, X-ray diffraction (XRD), temperature-dependent FTIR, and UV-vis. The main driving forces during self-assembly are π–π interaction and the van der Waals force. In addition, the BPOXD-B8 solution showed fluorescence sensing properties for Fe 3+ ions. BPOXD-B8 with a relatively low detection limit (0.079 μM) and relatively small standard deviations (<5%) indicate that the present system is indeed suitable for real-life sample analysis.