Human cleavage-stage embryos frequently acquire chromosomal aneuploidies during mitosis due to unknown mechanisms. Here, we show that S phase at the 1-cell stage shows replication fork stalling, low fork speed, and DNA synthesis extending into G2 phase. DNA damage foci consistent with collapsed replication forks, DSBs, and incomplete replication form in G2 in an ATR- and MRE11-dependent manner, followed by spontaneous chromosome breakage and segmental aneuploidies. Entry into mitosis with incomplete replication results in chromosome breakage, whole and segmental chromosome errors, micronucleation, chromosome fragmentation, and poor embryo quality. Sites of spontaneous chromosome breakage are concordant with sites of DNA synthesis in G2 phase, locating to gene-poor regions with long neural genes, which are transcriptionally silent at this stage of development. Thus, DNA replication stress in mammalian preimplantation embryos predisposes gene-poor regions to fragility, and in particular in the human embryo, to the formation of aneuploidies, impairing developmental potential.

Summary The correction of disease-causing mutations in human embryos could reduce the burden of inherited genetic disorders in the fetus and newborn, and improve the efficiency of fertility treatments for couples with disease-causing mutations in lieu of embryo selection. Here we evaluate the repair outcomes of a Cas9-induced double-strand break (DSB) introduced on the paternal chromosome at the EYS locus, which carries a frame-shift mutation causing blindness. We show that the most common repair outcome is microhomology-mediated end joining, which occurs during the first cell cycle in the zygote, leading to embryos with non-mosaic restoration of the reading frame. However, about half of the breaks remain unrepaired, resulting in an undetectable paternal allele and, upon entry into mitosis, loss of one or both chromosomal arms. Thus, Cas9 allows for the modification of chromosomal content in human embryos in a targeted manner, which may be useful for the prevention of trisomies. Highlights Cas9-mediated DSB induction and repair by end joining occurs within hours End joining provides an efficient way to restore reading frames without mosaicism Unrepaired DSBs persist through mitosis and result in frequent chromosome loss

DNA replication in differentiated cells follows a defined program, but when and how it is established during mammalian development is not known. Here we show using single-cell sequencing, that late replicating regions are established in association with the B compartment and the nuclear lamina from the first cell cycle after fertilization on both maternal and paternal genomes. Late replicating regions contain a relative paucity of active origins and few but long genes and low G/C content. In both bovine and mouse embryos, replication timing patterns are established prior to embryonic genome activation. Chromosome breaks, which form spontaneously in bovine embryos at sites concordant with human embryos, preferentially locate to late replicating regions. In mice, late replicating regions show enhanced fragility due to a sparsity of dormant origins that can be activated under conditions of replication stress. This pattern predisposes regions with long neuronal genes to fragility and genetic change prior to separation of soma and germ cell lineages. Our studies show that the segregation of early and late replicating regions is among the first layers of genome organization established after fertilization.

Abstract Haploid human embryonic stem cells (ESCs) provide a powerful genetic system but diploidize at high rates. We hypothesized that diploidization results from aberrant DNA replication. To test this, we profiled DNA replication timing in isogenic haploid and diploid ESCs. The greatest difference was the earlier replication of the X chromosome in haploids, consistent with the lack of X chromosome inactivation. Surprisingly, we also identified 21 autosomal regions that had dramatically delayed replication in haploids, extending beyond the normal S phase and into G2/M. Haploid-delays comprised a unique set of quiescent genomic regions that are also under-replicated in polyploid placental cells. The same delays were observed in female ESCs with two active X chromosomes, suggesting that increased X chromosome dosage may cause delayed autosomal replication. We propose that incomplete replication at the onset of mitosis could prevent cell division and result in re-entry into the cell cycle and whole genome duplication. Highlights DNA replication timing of haploid ESCs profiled by WGS Extreme replication timing delays in haploid ESCs at unique genomic regions Replication delays associate with X-chromosome dosage in multiple systems Replication delayed regions correspond to underreplication in mouse polyploid cells

DNA replication in differentiated cells follows a defined program, but when and how it is established during mammalian development is not known. Here we show using single-cell sequencing, that both bovine and mouse cleavage stage embryos progress through S-phase in a defined pattern. Late replicating regions are associated with the nuclear lamina from the first cell cycle after fertilization, and contain few active origins, and few but long genes. Chromosome breaks, which form spontaneously in bovine embryos at sites concordant with human embryos, preferentially locate to late replicating regions. In mice, late replicating regions show enhanced fragility due to a sparsity of dormant origins that can be activated under conditions of replication stress. This pattern predisposes regions with long neuronal genes to fragility and genetic change prior to segregation of soma and germ line. Our studies show that the formation of early and late replicating regions is among the first layers of epigenetic regulation established on the mammalian genome after fertilization.

Abstract Cellular proliferation depends on the accurate and timely replication of the genome. Several genetic diseases are caused by mutations in key DNA replication genes; however, it remains unclear whether these genes influence the normal program of DNA replication timing. Similarly, the factors that regulate DNA replication dynamics are poorly understood. To systematically identify trans -acting modulators of replication timing, we profiled replication in 184 cell lines from three cell types, encompassing 60 different gene knockouts or genetic diseases. Through a rigorous approach that considers the background variability of replication timing, we concluded that most samples displayed normal replication timing. However, mutations in two genes showed consistently abnormal replication timing. The first gene was RIF1 , a known modulator of replication timing. The second was MCM10 , a highly conserved member of the pre-replication complex. MCM10 mutant cells demonstrated replication timing variability comprising 46% of the genome and at different locations than RIF1 knockouts. Replication timing alterations in MCM10 -mutant cells was predominantly comprised of replication initiation defects. Taken together, this study demonstrates the remarkable robustness of the human replication timing program and reveals MCM10 as a novel modulator of DNA replication timing.

Beta cells have a low proliferative potential, which limits regeneration, but how these limitations are established is largely unknown. Understanding proliferation potential is important for the safty of cell replacement therapy with cell products made from stem cell with unlimited proliferative potential. Here we test a novel hypothesis, that these limitations are established through limitations in S-phase progression. We exposed differentiating stem cells to small molecules that interfere with cell cycle progression either by inducing G1 arrest, impairing S-phase entry, or S-phase completion. Upon release from these molecules, we determined growth potential, differentiation and function of insulin-producing cells in vitro and in vivo. We found that the combination of G1 arrest with a compromised DNA replication completion promoted the differentiation of progenitor cells towards insulin-producing cells, improved the stability of the differentiated state, and protected mice from diabetes without formation of cystic growths. Therefore, a compromised ability to enter S-phase and replicate the genome is a functionally important property of pancreatic endocrine differentiation, and can be exploited to generate insulin-producing organoids with predictable growth potential.

Many human diseases have an underlying genetic component. The development and application of methods to prevent the inheritance of damaging mutations through the human germline could have significant health benefits, and currently include preimplantation genetic diagnosis and carrier screening. Ma et al. take this a step further by attempting to remove a disease mutation from the human germline through gene editing (1). They assert the following advances: (i) the correction of a pathogenic gene mutation responsible for hypertrophic cardiomyopathy in human embryos using CRISPR-Cas9 and (ii) the avoidance of mosaicism in edited embryos. In the case of correction, the authors conclude that repair using the homologous chromosome was as or more frequent than mutagenic nonhomologous end-joining (NHEJ). Their conclusion is significant, if validated, because such a self-repair mechanism would allow gene correction without the introduction of a repair template. While the authors analyses relied on the failure to detect mutant alleles, here we suggest approaches to provide direct evidence for inter-homologue recombination and discuss other events consistent with the data. We also review the biological constraints on inter-homologue recombination in the early embryo. (1) Ma, H. et al. Correction of a pathogenic gene mutation in human embryos. Nature, doi:10.1038/nature23305 (2017).