Abstract Insects like Drosophila produce a second brain adapted to the form and behavior of a larva. Neurons for both larval and adult brains are produced by the same stem cells (neuroblasts) but the larva possesses only the earliest born neurons produced from each. To understand how a functional larval brain is made from this reduced set of neurons, we examined the origins and metamorphic fates of the neurons of the larval and adult mushroom body circuits. The adult mushroom body core is built sequentially of γ Kenyon cells, that form a medial lobe, followed by α’β’, and αβ Kenyon cells that form additional medial lobes and two vertical lobes. Extrinsic input (MBINs) and output (MBONs) neurons divide this core into computational compartments. The larval mushroom body contains only γ neurons. Its medial lobe compartments are roughly homologous to those of the adult and same MBONs are used for both. The larval vertical lobe, however, is an analogous “facsimile” that uses a larval-specific branch on the γ neurons to make up for the missing α’β’, and αβ neurons. The extrinsic cells for the facsimile are early-born neurons that trans-differentiate to serve a mushroom body function in the larva and then shift to other brain circuits in the adult. These findings are discussed in the context of the evolution of a larval brain in insects with complete metamorphosis.

Abstract Acquiring both lineage and cell-type information during brain development could elucidate transcriptional programs underling neuronal diversification. This is now feasible with single-cell RNA-seq combined with CRISPR-based lineage tracing, which generates genetic barcodes with cumulative CRISPR edits. This technique has not yet been optimized to deliver high-resolution lineage reconstruction of protracted lineages. Drosophila neuronal lineages are an ideal model to consider, as multiple lineages have been morphologically mapped at single-cell resolution. Here we find the parameter ranges required to encode a representative neuronal lineage emanating from 100 stem cell divisions. We derive the optimum editing rate to be inversely proportional to lineage depth, enabling encoding to persist across lineage progression. Further, we experimentally determine the editing rates of a Cas9-deaminase in cycling neural stem cells, finding near ideal rates to map elongated Drosophila neuronal lineages. Moreover, we propose and evaluate strategies to separate recurring cell-types for lineage reconstruction. Finally, we present a simple method to combine multiple experiments, which permits dense reconstruction of protracted cell lineages despite suboptimum lineage encoding and sparse cell sampling.

Abstract During development, regulatory factors appear in a precise order to determine cell fates over time. To investigate complex tissue development, one should not just label cell lineages but further visualize and manipulate cells with temporal control. Current strategies for tracing vertebrate cell lineages lack genetic access to sequentially produced cells. Here we present TEMPO (Temporal Encoding and Manipulation in a Predefined Order), an imaging-readable genetic tool allowing differential labelling and manipulation of consecutive cell generations in vertebrates. TEMPO is based on CRISPR and powered by a cascade of gRNAs that drive orderly activation/inactivation of reporters/effectors. Using TEMPO to visualize zebrafish and mouse neurogenesis, we recapitulated birth-order-dependent neuronal fates. Temporally manipulating cell-cycle regulators in mouse cortex progenitors altered the proportion and distribution of neurons and glia, revealing the effects of temporal gene perturbation on serial cell fates. Thus, TEMPO enables sequential manipulation of molecular factors, crucial to study cell-type specification. One-Sentence Summary Gaining sequential genetic access to vertebrate cell lineages.

Wiring a complex brain requires enormous cell specificity. This specificity is laid out via a developmental process where neural stem cells produce countless diverse neurons. To help elucidate this process and resolve the considerable dynamic specificity, we need to observe the development of multiple neuronal lineages. Drosophila central brain lineages are predetermined, comprised of a fixed set of neurons born in pairs in a specific order. To reveal specific roles of lineage identity, Notch-dependent sister fate specification, and temporal patterning in morphological diversification, we mapped approximately one quarter of the Drosophila central brain lineages. While we found large aggregate differences, we also discovered similar patterns of morphological specification and diversification. Lineage identity plus Notch state govern primary neuronal trajectories, whereas temporal fates diversify terminal elaborations in target-specific manners. In addition, we identified related lineages of analogous neuron types produced in similar temporal patterns. Two stem cells even yield identical series of dopaminergic neuron types, but with completely disparate sister neurons. These phenomena suggest that large changes in morphological diversity can be the consequence of relatively small differences in lineage fating. Taken together, this large-scale lineage mapping study reveals that relatively simple rules drive incredible neuronal complexity.

The genome is the blueprint for an organism. Interrogating the genome, especially locating critical cis-regulatory elements, requires deletion analysis. This is conventionally performed using synthetic constructs, making it cumbersome and non-physiological. Thus, we created Cas9-mediated Arrayed Mutagenesis of Individual Offspring (CAMIO) to achieve high-throughput analysis of native DNA. CAMIO utilizes CRISPR that is spatially restricted to generate independent deletions. Controlled by recombination, a single guide RNA is stochastically chosen from a set targeting a specific DNA region. Combining two sets increases variability, leading to either indels at 1-2 target sites or inter-target deletions. Cas9 restriction to male germ cells elicits autonomous double-strand-break repair, consequently creating offspring with diverse mutations. Thus, from a single population cross, we can obtain a deletion matrix covering a large expanse of DNA at both coarse and fine resolution. We demonstrate the ease and power of CAMIO by mapping 5’UTR sequences crucial for chinmo’s post-transcriptional regulation.