Diatoms optimize their photosynthetic efficiency via extensive energetic exchanges between plastids and mitochondria. The proportion of planetary primary production performed by diatoms in today's oceans is roughly equivalent to that of terrestrial rainforests. Efficient conversion of CO2 into organic matter during photosynthesis requires tight control of the ATP/NADPH ratio. Here Chris Bowler and colleagues show that in diatoms this ratio is regulated through extensive energetic exchanges between plastids and mitochondria, rerouting reducing power from plastids towards mitochondria and the import of mitochondrial ATP into the plastid. This mechanism differs from that seen in other photosynthetic organisms, which rely principally on plastid-localized ATP generating processes, and may have contributed to the success of diatoms in the ocean environment. Diatoms are one of the most ecologically successful classes of photosynthetic marine eukaryotes in the contemporary oceans. Over the past 30 million years, they have helped to moderate Earth’s climate by absorbing carbon dioxide from the atmosphere, sequestering it via the biological carbon pump and ultimately burying organic carbon in the lithosphere1. The proportion of planetary primary production by diatoms in the modern oceans is roughly equivalent to that of terrestrial rainforests2. In photosynthesis, the efficient conversion of carbon dioxide into organic matter requires a tight control of the ATP/NADPH ratio which, in other photosynthetic organisms, relies principally on a range of plastid-localized ATP generating processes3,4,5,6. Here we show that diatoms regulate ATP/NADPH through extensive energetic exchanges between plastids and mitochondria. This interaction comprises the re-routing of reducing power generated in the plastid towards mitochondria and the import of mitochondrial ATP into the plastid, and is mandatory for optimized carbon fixation and growth. We propose that the process may have contributed to the ecological success of diatoms in the ocean.

Diatoms are prominent phytoplanktonic organisms that contribute around 40% of carbon assimilation in the oceans. They grow and perform optimally in variable environments, being able to cope with unpredictable changes in the amount and quality of light. The molecular mechanisms regulating diatom light responses are, however, still obscure. Using knockdown Phaeodactylum tricornutum transgenic lines, we reveal the key function of a member of the light-harvesting complex stress-related (LHCSR) protein family, denoted LHCX1, in modulation of excess light energy dissipation. In contrast to green algae, this gene is already maximally expressed in nonstressful light conditions and encodes a protein required for efficient light responses and growth. LHCX1 also influences natural variability in photoresponse, as evidenced in ecotypes isolated from different latitudes that display different LHCX1 protein levels. We conclude, therefore, that this gene plays a pivotal role in managing light responses in diatoms.

Organic carbon fixed in chloroplasts through the Calvin-Benson-Bassham Cycle can be diverted towards different metabolic fates, including cyoplasmic and mitochondrial respiration, gluconeogenesis, and synthesis of diverse plastid metabolites via the pyruvate hub. In plants, pyruvate is principally produced via cytoplasmic glycolysis, although a plastid-targeted lower glycolytic pathway is known to exist in non-photosynthetic tissue. Here, we characterized a lower plastid glycolysis-gluconeogenesis pathway enabling the direct interconversion of glyceraldehyde-3-phosphate and phospho-enol-pyruvate in diatoms, ecologically important marine algae distantly related to plants. We show that two reversible enzymes required to complete diatom plastid glycolysis-gluconeogenesis, Enolase and bis-phospho-glycerate mutase (PGAM), originated through duplications of mitochondria-targeted respiratory isoforms. Through CRISPR-Cas9 mutagenesis, integrative 'omic analyses, and measured kinetics of expressed enzymes in the diatom Phaeodactylum tricornutum, we present evidence that this pathway diverts plastid glyceraldehyde-3-phosphate into the pyruvate hub, and may also function in the gluconeogenic direction. Considering experimental data, we show that this pathway has different roles dependent in particular on day length and environmental temperature, and show that the cpEnolase and cpPGAM genes are expressed at elevated levels in high latitude oceans where diatoms are abundant. Our data provide evolutionary, meta-genomic and functional insights into a poorly understood yet evolutionarily recurrent plastid metabolic pathway.

Abstract Photosynthesis needs to adjust to dynamically changing light intensities in order to maximize its efficiency, notably by the employment of alternative electron pathways. One of them is chlororespiration - initially described in Chlamydomonas reinhardtii . This electron transfer pathway, found in all photosynthetic lineages, consists of a reduction of plastoquinone (PQ) through an NAD(P)H:PQ oxidoreductase and quinol (PQH 2 ) oxidation by Plastid Terminal Oxidase, PTOX. Hence, chlororespiration constitutes an electron pathway potentially antagonistic to the linear photosynthetic electron flow from H 2 O to CO 2 . However, the limited flow chlororespiratory enzymes can sustain suggests that their relative contribution, at least in the light and in steady-state conditions, is insubstantial. Here, we focused on the involvement of PTOX in Chlamydomonas reinhardtii during transitions from dark to light and vice versa. We show that the kinetics of redox relaxation of the chloroplast in the dark was greatly affected when PTOX2, the major plastoquinol oxidase in Chlamydomonas , is lacking. Importantly, we show that this has a direct physiological relevance, as the growth of a PTOX2-lacking mutant is markedly slower in intermittent light. The latter can be rationalized in terms of a decreased flux sustained by photosystem II due to a redox limitation at the acceptor side of the PSI during the illumination periods. We finally show that the long-term regulation of cyclic electron flow around PSI is strongly affected in the PTOX2 mutant, substantiating an important role of chlororespiration in the maintenance of chloroplast redox balance.

Abstract Diatoms, the major eukaryotic phytoplankton in polar regions, are essential to sustain Arctic and Antarctic ecosystems. As such, it is fundamental to understand the physiological mechanisms and associated molecular basis of their resilience to the long polar night. Here, we report an integrative approach revealing that in prolonged darkness, diatom cells enter a state of quiescence associated with reduced metabolic and transcriptional activity during which no cell division occurs. We propose that minimal energy is provided by respiration and degradation of protein, carbohydrate, and lipid stores and that homeostasis is maintained by autophagy in prolonged darkness. We also report internal structural changes that manifest the morphological acclimation of cells to darkness. Our results further indicate that immediately following a return to light, diatom cells are able to use photoprotective mechanisms and rapidly resume photosynthesis. Cell division resumed rates similar to those before darkness. Our study demonstrates the remarkable robustness of polar diatoms to prolonged darkness at low temperatures. Graphical abstract Teaser To survive the long winter, polar diatoms slow down metabolism and express genes to assure survival following return to light.

Abstract Organic carbon fixed in chloroplasts through the Calvin Cycle can be diverted towards different metabolic fates, including cytoplasmic and mitochondrial respiration; gluconeogenesis; and synthesis of diverse plastid metabolites via the pyruvate hub. In plants, pyruvate is principally produced via cytoplasmic glycolysis, although a plastid-targeted lower glycolytic pathway is known in non-photosynthetic tissue. Here, we characterize a lower plastid glycolytic-gluconeogenesis pathway in diatoms, ecologically important marine algae distantly related to plants. We show that two reversible enzymes required to complete diatom plastid glycolysis-gluconeogenesis, Enolase and PGAM ( bis- phospho-glycerate mutase), originated through duplications of mitochondria-targeted respiratory isoforms. Through CRISPR-Cas9 mutagenesis, integrative ‘omic analyses, and measured kinetics of expressed enzymes in the diatom Phaeodactylum tricornutum , we present evidence that this pathway diverts plastid glyceraldehyde-3-phosphate into the pyruvate hub, and may also function in the gluconeogenic direction. Considering experimental data, we show that this pathway has different roles dependent in particular on day length and environmental temperature, and show that it is expressed at elevated levels in high latitude oceans where diatoms are abundant. Our data provide evolutionary, meta-genomic and functional insights into a poorly understood yet evolutionarily recurrent plastid metabolic pathway.

Abstract The chloroplast ATP synthase (CF 1 F o ) contains a specific feature to the green lineage: a γ-subunit redox domain which contains a cysteine couple and interacts with the torque-generating βDELSEED-loop. Based on the recently solved structure of this domain, it was proposed to function as a chock. In vitro, γ-disulfide formation slows down the activity of the CF 1 F o at low transmembrane electrochemical proton gradient . Here, we utilize in vivo absorption spectroscopy measurements for functional CF 1 F o activity characterization in Arabidopsis leaves. The spectroscopic method allows us to measure the present in dark-adapted leaves, and to identify its mitochondrial sources. Furthermore, we follow the fate of the extra generated by an illumination, including its osmotic and electric components, and from there we estimate the lifetime of the light-generated ATP. In contrast with a previous report [Joliot and Joliot, Biochim. Biophys. Acta, 1777 (2008) 676-683], the CF 1 F o γ-subunit exists mostly in an oxidized form in the dark-adapted state. To study the redox regulation of the CF 1 F o , we used thiol agent infiltration in WT and a mutant that does not form the γ-disulfide. The obtained -dependent CF 1 F o activity profile in the two γ-redox states in vivo reconciles with previous biochemical in vitro findings [Junesch and Gräber, Biochim. Biophys. Acta, 893 (1987) 275-288]. The highest rates of ATP synthesis we measured in the two γ-redox state were similar at high . In the presence of the γ-dithiol, similar rates were obtained at a ~45 mV lower value compared to the oxidized state, which closely resembled the energetic gap of 0.7 ΔpH units reported in vitro .

The authors have withdrawn this manuscript due to a duplicate posting of manuscript number BIORXIV/2022/507166. Therefore, the authors do not wish this work to be cited as reference for the project. If you have any questions, please contact the corresponding author. The correct preprint can be found at doi: 10.1101/2022.09.08.507166

Microbial solar cells that mainly rely on the use of photosynthesic organisms are a promising alternative to photovoltaics for solar electricity production. In that way, we propose a new approach involving electrochemistry and fluorescence techniques. The coupled set-up Electro-Pulse-Amplitude-Modulation ("e-PAM") enables the simultaneous recording of the produced photocurrent and fluorescence signals from the photosynthetic chain. This methodology was validated with a suspension of green alga Chlamydomonas reinhardtii in interaction with an exogenous redox mediatior (2,6-dichlorobenzoquinone; DCBQ). The balance between photosynthetic chain events (PSII photochemical yield, quenching) and the extracted electricity can be monitored overtime. More particularly, the non photochemical quenching induced by DCBQ mirrors the photocurrent. This set-up thus helps to distinguish the electron harvesting from some side effects due to quinones in real time. It therefore paves the way for future analyses devoted to the choice of the experimental conditions (redox mediator, photosynthetic organisms...) to find the best electron extraction.

Cyclic electron flow (CEF), one of the major alternative electron transport pathways to the primary linear electron flow (LEF) in chloroplasts has been discovered in the middle of the last century. It is defined as a return of the reductants from the acceptor side of the Photosystem I (PSI) to the pool of its donors via the cytochrome b6f, and has proven essential for photosynthesis. However, despite many efforts aimed at its characterisation, the pathway and regulation of CEF remain equivocal, and its physiological significance remains to be properly defined. Here we use novel spectroscopic approaches to measure CEF in transitory conditions in the green alga Chlamydomonas reinhardtii. We show that CEF operates at the same maximal rate regardless of the oxygen concentration, and that the latter influences LEF, rather than CEF in vivo, which questions the recent hypotheses about the CEF supercomplex formation. We further reveal that the pathways proposed for CEF in the literature are inconsistent with the kinetic information provided by our measurements. We finally provide cues on the regulation of CEF by light.