The SARS-CoV-2 pandemic, and the likelihood of future coronavirus pandemics, has rendered our understanding of coronavirus biology more essential than ever. Small molecule chemical probes offer to both reveal novel aspects of virus replication and to serve as leads for antiviral therapeutic development. The RNA-biased amiloride scaffold was recently tuned to target a viral RNA structure critical for translation in enterovirus 71, ultimately uncovering a novel mechanism to modulate positive-sense RNA viral translation and replication. Analysis of CoV RNA genomes reveal many conserved RNA structures in the 5'-UTR and proximal region critical for viral translation and replication, including several containing bulge-like secondary structures suitable for small molecule targeting. Following phylogenetic conservation analysis of this region, we screened an amiloride-based small molecule library against a less virulent human coronavirus, OC43, to identify lead ligands. Amilorides inhibited OC43 replication as seen in viral plaque assays. Select amilorides also potently inhibited replication competent SARS-CoV-2 as evident in the decreased levels of cell free virions in cell culture supernatants of treated cells. Reporter screens confirmed the importance of RNA structures in the 5'-end of the viral genome for small molecule activity. Finally, NMR chemical shift perturbation studies of the first six stem loops of the 5'-end revealed specific amiloride interactions with stem loops 4, 5a, and 6, all of which contain bulge like structures and were predicted to be strongly bound by the lead amilorides in retrospective docking studies. Taken together, the use of multiple orthogonal approaches allowed us to identify the first small molecules aimed at targeting RNA structures within the 5'-UTR and proximal region of the CoV genome. These molecules will serve as chemical probes to further understand CoV RNA biology and can pave the way for the development of specific CoV RNA-targeted antivirals.

Abstract Selective pressures on positive-strand RNA viruses provide opportunities to establish target site specificity and mechanisms of action of antivirals. Here, Enterovirus-A71 revertant viruses with resistant mutations in the SLII IRES domain (SLII resist ) were selected at low doses of the antiviral DMA-135. The EV-A71 revertant viruses were resistant to DMA-135 at concentrations that robustly inhibit replication of wild-type virus. EV-A71 IRES structures harboring the suppressor mutations induced efficient expression of reporter Luciferase mRNA in the presence of non-cytotoxic doses of DMA-135 whereas DMA-135 dose-dependently inhibited Luciferase expression from the wild-type IRES element. NMR studies indicate that the resistant mutations change the structure of SLII at the bulge loop binding site of DMA-135 and at part of an extended surface recognized by host RNA-binding protein AUF1. Comparisons of biophysical analysis of complexes formed between AUF1, DMA-135, or either SLII or SLII resist show that DMA-135 stabilizes a ternary complex with AUF1-SLII but not AUF1-SLII resist . Further studies demonstrate that the hnRNP A1 protein retains binding affinity for SLII resist , illustrating that DMA-135 inhibition and viral resistance do not perturb the SLII-hnRNP A1 arm of the regulatory axis. Taken together, this work demonstrates how viral evolution under selective pressures of small molecules can elucidate RNA binding site specificity, mechanisms of action, and provide additional insights into the viral pathways inhibited by the antiviral DMA-135.