Microtubule doublets (MTDs) are a well conserved compound microtubule structure found primarily in cilia. However, the mechanisms by which MTDs form and are maintained in vivo remain poorly understood. Here, we characterize microtubule-associated protein 9 (MAP9) as a novel MTD-associated protein. We demonstrate that C. elegans MAPH-9, a MAP9 homolog, is present during MTD assembly and localizes exclusively to MTDs, a preference that is in part mediated by tubulin polyglutamylation. Loss of MAPH-9 caused ultrastructural MTD defects, dysregulated axonemal motor velocity, and perturbed cilia function. As we found that the mammalian ortholog MAP9 localized to axonemes in cultured mammalian cells and mouse tissues, we propose that MAP9/MAPH-9 plays a conserved role in supporting the structure of axonemal MTDs and regulating ciliary motors.

Abstract Developmental remodeling shapes neural circuits via activity-dependent pruning of synapses and axons. The cytoskeleton is critical for this process, as microtubule loss via enzymatic severing is an early step of pruning across many circuits and species. However, how microtubule-severing enzymes, such as spastin, are activated in specific neuronal compartments remains unknown. Here, we reveal that polyglutamylation, a posttranslational tubulin modification that is enriched in neurons, plays an instructive role in developmental remodeling by tagging microtubules for severing. Motor neuron-specific gene deletion of enzymes that add or remove tubulin polyglutamylation—TTLL glutamylases vs. CCP deglutamylases—accelerates or delays neuromuscular synapse remodeling in a neurotransmission-dependent manner. This mechanism is not specific to peripheral synapses but also operates in central circuits, e.g., the hippocampus. Thus, tubulin polyglutamylation acts as an activity-dependent rheostat of remodeling and shapes neuronal morphology and connectivity.

Abstract The stereotypic structure of microtubules, assembled from conserved α/β-tubulin dimers is subject to a complex diversity of Post-translational Modifications (PTMs). PTMs are predicted to fine-tune microtubule properties and interactions with other proteins, thus allowing microtubules to perform specific functions. Cilia accumulate several types of tubulin PTMs, such as polyglutamylation, polyglycylation, detyrosination and acetylation, whose functions are not yet fully understood. Recently, mutations of AGBL5 , coding for the deglutamylating enzyme CCP5, have been associated to retinitis pigmentosa, suggesting that perturbation of polyglutamylation leads to the degeneration of photoreceptor cells. However, the molecular mechanisms underlying this degeneration remain unknown. Here, using super-resolution Ultrastructure Expansion Microscopy in mouse and human photoreceptor cells, we found that most tubulin PTMs are accumulated at the level of the connecting cilium, a structure linking the outer and inner segments of photoreceptor cells. Using mouse models with increased glutamylation ( Ccp5 -/- and Ccp1 -/- ), or loss of tubulin acetylation ( Atat1 -/- ), we demonstrated that aberrant glutamylation, but not loss of acetylation, resulted in perturbed molecular architecture of the outer segment, with the loss of the bulge region and destabilization of the distal axoneme. Concurrently, we observed a substantial impairment in tubulin glycylation and intraflagellar transport. Altogether our results indicate that glutamylation plays a crucial role in the maintenance of the molecular architecture of the outer segment and point to tubulin PTM imbalance as possible culprit in retinal degeneration.

Elongator is a tRNA-modifying complex that regulates the fidelity of protein translation. Recently, a moonlighting function of Elongator has been identified in regulating polarization of the microtubule cytoskeleton during asymmetric cell division. Elongator induces symmetry breaking of the anaphase midzone by selectively stabilizing microtubules on one side of the spindle. This polarizes the segregation of signalling endosomes containing cell-fate determinants to only one daughter cell, thus contributing to cell fate determination. Here, we unravelled the molecular mechanism by which Elongator controls microtubule dynamics. Elongator binds simultaneously to the tip of microtubules and also to free GTP-tubulin heterodimers via their C-terminal tails. Elongator thereby locally increases tubulin concentration at microtubule ends, which stabilizes microtubules by increasing their growth speed and decreasing their catastrophe rate. We show that the Elp123 and Elp456 subcomplexes bind to microtubules and free tubulin heterodimers, respectively, and that these activities must be coupled for Elongator to stabilize microtubules. Surprisingly, we found that Elp456 has strong selectivity towards polyglutamylated tubulin dimers. Hence, microtubules assembled by Elongator become selectively enriched with polyglutamylated tubulin. Therefore, Elongator can rewrite the tubulin code of growing microtubules, placing it at the core of cytoskeletal dynamics and polarization during asymmetric cell division.

Abstract Choroid plexus (ChP) epithelium is composed of specialized multiciliated cells. By using multiple microscopic techniques, biochemical approaches in various mutant mice and longitudinal analysis from mouse embryogenesis to aging, we show that ChP cilia are built on a gradient of events which are spatio-temporally regulated. We uncover that ChP cilia develop prenatally since early tissue morphogenesis, and proceeds as a multi-step process characterized by basal body multiplication and axoneme formation directly at the apical cellular compartment. Our data also show that choroid plexus cilia contain both primary and motile features. Remarkably, we demonstrate that ChP cilia undergo axoneme resorption, starting from early youth, through a tubulin destabilization process, which is primarily controlled by polyglutamylation levels and could be mitigated by the removal of the microtubule-severing enzyme spastin. Notably, we demonstrate that this phenotype is preserved in human samples.

ABSTRACT The detyrosination/tyrosination cycle of α-tubulin is critical for proper cell functioning. VASH1-SVBP and VASH2-SVBP are ubiquitous enzyme complexes involved in microtubule detyrosination. However, little is known about their mode of action. Here, we show in reconstituted systems and in cells that VASH1-SVBP and VASH2-SVBP drive global and local detyrosination of microtubules, respectively. We solved the cryo-electron microscopy structure of human VASH2-SVBP bound to microtubules, revealing a different microtubule-binding configuration of its central catalytic region compared to VASH1-SVBP. We further show that the divergent mode of detyrosination between the two enzymes is correlated with the microtubule-binding properties of their disordered N- and C-terminal regions. Specifically, the N-terminal region is responsible for a significantly longer residence time of VASH2-SVBP on microtubules compared to VASH1-SVBP. We suggest that this VASH domain is critical for microtubule-detachment and diffusion of VASH-SVBP enzymes on the lattice. Together, our results suggest a mechanism by which these enzymes could generate distinct microtubule subpopulations and confined areas of detyrosinated lattices to drive various microtubule-based cellular functions. SUMMARY VASH1-SVBP and VASH2-SVBP produce global and local detyrosination patterns of microtubule lattices, respectively. These activities rely on the interplay between the N- and C-terminal disordered regions of the enzymes, which determine their differential molecular mechanism of action. GRAPHICAL ABSTRACT Schematic representation of divergent molecular mechanisms of action of VASH-SVBP detyrosination complexes.

Microtubules are polymerized dimers of α- and β-tubulin that underlie a broad range of cellular activities. Acetylation of α-tubulin by the acetyl-transferase ATAT1 modulates microtubule dynamics and functions in neurons. However, it remains unclear how and why this enzyme acetylates microtubules over long distances in axons. Here, we show that loss of ATAT1 impairs axonal transport in neurons and cell free motility assays confirm a requirement of tubulin acetylation for proper bidirectional vesicular transport. Moreover, we demonstrate that the main cellular pool of ATAT1 is transported at the cytosolic side of neuronal vesicles that are moving along axons. Altogether, our data suggest that axonal transport of ATAT1-enriched vesicles is the predominant driver of α-tubulin acetylation in axons.