Abstract The polyextremophilic Cyanidiales are eukaryotic red microalgae with promising biotechnological properties arising from their low pH and elevated temperature requirements which can minimize culture contamination at scale. Cyanidioschyzon merolae 10D is a cell wall deficient species with a fully sequenced genome that is amenable to nuclear transgene integration by targeted homologous recombination. C. merolae maintains a minimal carotenoid profile and here, we sought to determine its capacity for ketocarotenoid accumulation mediated by heterologous expression of a green algal β-carotene ketolase (BKT) and hydroxylase (CHYB). To achieve this, a synthetic transgene expression cassette system was built to integrate and express Chlamydomonas reinhardtii ( Cr ) sourced enzymes by fusing native C. merolae transcription, translation and chloroplast targeting signals to codon-optimized coding sequences. Chloramphenicol resistance was used to select for the integration of synthetic linear DNAs into a neutral site within the host genome. Cr BKT expression caused accumulation of canthaxanthin and adonirubin as major carotenoids while co-expression of Cr BKT with Cr CHYB generated astaxanthin as the major carotenoid in C. merolae . Unlike green algae and plants, ketocarotenoid accumulation in C. merolae did not reduce total carotenoid contents, but chlorophyll a reduction was observed. Light intensity affected global ratios of all pigments but not individual pigment compositions and phycocyanin contents were not markedly different between parental strain and transformants. Continuous illumination was found to encourage biomass accumulation and all strains could be cultivated in simulated summer conditions from two different extreme desert environments. Our findings present the first example of carotenoid metabolic engineering in a red eukaryotic microalga and open the possibility for use of C. merolae 10D for simultaneous production of phycocyanin and ketocarotenoid pigments. Abstract Figure

The eukaryotic red alga Cyanidioschyzon merolae 10D is an emerging algal host for synthetic biology and metabolic engineering. Its small nuclear genome (16.5 Mb; 4775 genes), low intron content (38), stable transgene expression, and capacity for homologous recombination into its nuclear genome make it ideal for genetic and metabolic engineering endeavors. Here, we present an optimized transformation and selection protocol, which yields single chloramphenicol-resistant transformants in under two weeks. Transformation dynamics and a synthetic modular plasmid toolkit are reported, including several new fluorescent reporters. Techniques for fluorescence reporter imaging and analysis at different scales are presented to facilitate high-throughput screening of C. merolae transformants. We use this plasmid toolkit to overexpress the Ipomoea batatas isoprene synthase and demonstrate the dynamics of engineered volatile isoprene production during different light regimes using multi-port headspace analysis coupled to parallel photobioreactors. This work seeks to promote C. merolae as an algal system for metabolic engineering and future sustainable biotechnological production.

Abstract The west coast of Saudi Arabia borders the Red Sea, which maintains high average temperatures and increased salinity compared to other seas or oceans. Summer conditions in the Arabian Peninsula may exceed the temperature tolerance of most currently cultivated microalgae. The Cyanidiales are polyextremophilic red algae whose native habitats are at the edges of acidic hot springs. Cyanidioschyzon merolae 10D has recently emerged as an interesting model organism capable of high-cell density cultivation on pure CO 2 with optimal growth at 42 °C and low pH between 0.5-2. C. merolae biomass has an interesting macromolecular composition, is protein rich, and contains valuable bio-products like heat-stable phycocyanin, carotenoids, β-glucan, and starch. Here, photobioreactors were used to model C. merolae 10D growth performance in simulated environmental conditions of the mid-Red Sea coast across four seasons, it was then grown at various scales outdoors in Thuwal, Saudi Arabia during the Summer of 2022. We show that C. merolae 10D is amenable to cultivation with industrial-grade nutrient and CO 2 inputs outdoors in this location and that its biomass is relatively constant in biochemical composition across culture conditions. We also show the adaptation of C. merolae 10D to high salinity levels of those found in Red Sea waters and conducted further modeled cultivations in nutrient enriched local sea water. It was determined that salt-water adapted C. merolae 10D could be cultivated with reduced nutrient inputs in local conditions. The results presented here indicate this may be a promising alternative species for algal bioprocesses in outdoor conditions in extreme desert summer environments.

The eukaryotic red alga Cyanidioschyzon merolae 10D is an emerging algal host for synthetic biology and metabolic engineering. Its small nuclear genome (16.5Mb; 4775 genes), low intron content (38), stable transgene expression, and capacity for homologous recombination into its nuclear genome make it ideal for genetic and metabolic engineering endeavors. Here, we present an optimized transformation and selection protocol, which yields single chloramphenicol-resistant transformants in under two weeks. Transformation dynamics and a synthetic modular plasmid toolkit are reported, including several new fluorescent reporters. Techniques for fluorescence reporter imaging and analysis at different scales are presented to facilitate high-throughput screening of C. merolae transformants. We use this plasmid toolkit to overexpress the Ipomoea batatas isoprene synthase and demonstrate the dynamics of engineered volatile isoprene production during different light regimes using multi-port headspace analysis coupled to parallel photobioreactors. This work seeks to promote C. merolae as an algal system for metabolic engineering and future sustainable biotechnological production.