Abstract Synucleinopathies, such as Parkinson’s disease (PD) and Multiple System Atrophy (MSA) are progressive and unremitting neurological diseases. For both PD and MSA, α-synuclein fibril inclusions inside brain cells are neuropathological hallmarks. In addition, amplification of α-synuclein fibrils from body fluids is a potential biomarker distinguishing PD from MSA. However, little is known about the structure of α-synuclein fibrils amplified from human samples and its connection to α-synuclein fibril structure in the human brain. Here we amplified α-synuclein fibrils from PD and MSA brain tissue, characterized its seeding potential in oligodendroglia, and determined the 3D structures by cryo-electron microscopy. We show that the α-synuclein fibrils from a MSA patient are more potent in recruiting the endogenous α-synuclein and evoking a redistribution of TPPP/p25α protein in mouse primary oligoden-droglial cultures compared to those amplified from a PD patient. Cryo-electron microscopy shows that the PD- and MSA-amplified α-synuclein fibrils share a similar protofilament fold but differ in their inter-protofilament interface. The structures of the brain-tissue amplified α-synuclein fibrils are also similar to other in vitro and ex vivo α-synuclein fibrils. Together with published data, our results suggest that αSyn fibrils differ between PD and MSA in their quaternary arrangement and could further vary between different forms of PD and MSA.

Abstract α-synuclein (αSyn) is abundant in neurons, but its misfolding and abnormal fibrillization are associated with severe neurodegenerative diseases. Although interactions between αSyn and phospholipid membranes are relevant during αSyn fibril assembly, insights into the interactions of αSyn fibrils with phospholipids have remained elusive. Here, we present six novel polymorphic atomic structures of αSyn fibrils aggregated in the presence of phospholipids. The structures reveal that phospholipids favor a novel protofilament fold, mediate an unusual arrangement of protofilaments, and fill the central cavities between the protofilaments. These findings provide a structural rationale for fibril-induced lipid extraction, a mechanism likely to be involved in the development of α-synucleinopathies.

Abstract The development of novel drugs for Alzheimer’s disease has proven difficult, with a high failure rate in clinical trials. Typically, transgenic mice displaying amyloid-β peptide brain pathology are used to develop therapeutic options and to test their efficacy in preclinical studies. However, the properties of Aβ in such mice have not been systematically compared to Aβ from the patient brains. Here, we determined the structures of nine ex vivo Aβ fibrils from six different mouse models by cryo-EM. We found novel Aβ fibril structures in the APP/PS1, ARTE10, and tg-SwDI models, whereas the human familial type II fibril fold was found in the ARTE10, tg-APP Swe , and APP23 models. The tg-APP ArcSwe mice showed an Aβ fibril whose structure resembles the human sporadic type I fibril. These structural elucidations are key to the selection of adequate mouse models for the development of novel plaque-targeting therapeutics and PET imaging tracers. One Sentence Summary Cryo-EM structures of Aβ fibrils extracted from brains of mouse models used for Alzheimer’s disease preclinical research are presented.

Abstract Alzheimer’s disease (AD) is a progressive and incurable neurodegenerative disease characterized by the extracellular deposition of amyloid plaques. Investigation into the composition of these plaques revealed a high amount of amyloid-β (Aβ) fibrils and a high concentration of lipids, suggesting that fibril-lipid interactions may also be relevant for the pathogenesis of AD. Therefore, we grew Aβ40 fibrils in the presence of lipid vesicles and determined their structure by cryo-electron microscopy (cryo-EM) to high resolution. The fold of the major polymorph is similar to the structure of brain-seeded fibrils reported previously. The majority of the lipids are bound to the fibrils as we show by cryo-EM and NMR spectroscopy. This apparent lipid extraction from vesicles observed here in vitro provides structural insights into potentially disease-relevant fibril-lipid interactions.

ABSTRACT Hyperpolarization-activated and cyclic nucleotide (HCN) modulated channels are tetrameric cation channels. In each of the four subunits, the intracellular cyclic nucleotide-binding domain (CNBD) is coupled to the transmembrane domain via a helical structure, the C-linker. High-resolution channel structures suggest that the C-linker enables functionally relevant interactions with the opposite subunit, which might be critical for coupling the conformational changes in the CNBD to the channel pore. We combined mutagenesis, patch-clamp technique, confocal patch-clamp fluorometry, and molecular dynamics simulations to show that residue K464 of the C-linker is essential for stabilizing the closed state of the mHCN2 channel by forming interactions with the opposite subunit. MD simulations revealed that both cAMP and K464E induce a rotation of the intracellular domain relative to the channel pore, weakening the autoinhibitory effect of the unoccupied CL-CNBD region. The adopted poses are in excellent agreement with structural results.

Abstract Acute myeloid leukemia (AML) is a malignant disease of immature myeloid cells and the most prevalent acute leukemia among adults. The oncogenic homo-tetrameric fusion protein RUNX1/ETO results from the chromosomal translocation t(8;21) and is found in AML patients. The nervy homology region 2 (NHR2) domain of ETO mediates tetramerization; this oligomerization is essential for oncogenic activity. Previously, we identified the first-in-class small-molecule inhibitor of NHR2 tetramer formation, 7.44 , which was shown to specifically interfere with NHR2, restore gene expression down-regulated by RUNX1/ETO, inhibit the proliferation of RUNX1/ETO-depending SKNO-1 cells, and reduce the RUNX1/ETO-related tumor growth in a mouse model. However, no biophysical and structural characterization of 7.44 binding to the NHR2 domain has been reported. Likewise, the compound has not been characterized as to physicochemical, pharmacokinetic, and toxicological properties. Here, we characterize the interaction between the NHR2 domain of RUNX1/ETO and 7.44 by biophysical assays and show that 7.44 interferes with NHR2 tetramer stability and leads to an increase in the dimer population of NHR2. The affinity of 7.44 with respect to binding to NHR2 is K lig = 3.95 ± 1.28 μM. By NMR spectroscopy combined with molecular dynamics simulations, we show that 7.44 binds with both heteroaromatic moieties to NHR2 and interacts with or leads to conformational changes in the N-termini of the NHR2 tetramer. Finally, we demonstrate that 7.44 has favorable physicochemical, pharmacokinetic, and toxicological properties. Together with biochemical, cellular, and in vivo assessments, the results reveal 7.44 as a lead for further optimization towards targeted therapy of t(8;21) AML.