Abstract Background KCNE1 encodes a 129-residue cardiac potassium channel ( I Ks ) subunit. KCNE1 variants are associated with long QT syndrome and atrial fibrillation. However, most variants have insufficient evidence of clinical consequences and thus limited clinical utility. Methods In this study, we leveraged the power of variant effect mapping, which couples saturation mutagenesis with high-throughput sequencing, to ascertain the function of thousands of protein-coding KCNE1 variants. Results We comprehensively assayed KCNE1 variant cell surface expression (2554/2709 possible single-amino-acid variants) and function (2534 variants). Our study identified 470 loss- or partial loss-of-surface expression and 574 loss- or partial loss-of-function variants. Of the 574 loss- or partial loss-of-function variants, 152 (26.5%) had reduced cell surface expression, indicating that most functionally deleterious variants affect channel gating. Nonsense variants at residues 56–104 generally had WT-like trafficking scores but decreased functional scores, indicating that the latter half of the protein is dispensable for protein trafficking but essential for channel function. 22 of the 30 KCNE1 residues (73%) highly intolerant of variation (with > 70% loss-of-function variants) were in predicted close contact with binding partners KCNQ1 or calmodulin. Our functional assay data were consistent with gold standard electrophysiological data ( ρ = − 0.64), population and patient cohorts (32/38 presumed benign or pathogenic variants with consistent scores), and computational predictors ( ρ = − 0.62). Our data provide moderate-strength evidence for the American College of Medical Genetics/Association of Molecular Pathology functional criteria for benign and pathogenic variants. Conclusions Comprehensive variant effect maps of KCNE1 can both provide insight into I Ks channel biology and help reclassify variants of uncertain significance.

Abstract Background Rare protein-altering variants in SCN5A, KCNQ1 , and KCNH2 are major causes of Brugada Syndrome (BrS) and the congenital Long QT Syndrome (LQTS). While splice-altering variants lying outside 2-bp canonical splice sites can cause these diseases, their role remains poorly described. Objective We implemented two functional assays to assess 12 recently reported putative splice-altering variants of uncertain significance (VUS) and 1 likely pathogenic (LP) variant without functional data observed in BrS and LQTS probands. Methods We deployed minigene assays to assess the splicing consequences of 10 variants. Three variants incompatible with the minigene approach were introduced into control induced pluripotent stem cells (iPSCs) by CRISPR genome editing. We differentiated cells into iPSC-derived cardiomyocytes (iPSC-CMs) and studied splicing outcomes by reverse transcription-polymerase chain reaction (RT-PCR). We used the American College of Medical Genetics and Genomics functional assay criteria (PS3/BS3) to reclassify variants. Results We identified aberrant splicing, with presumed disruption of protein sequence, in 8/10 variants studied using the minigene assay and 1/3 studied in iPSC-CMs. We reclassified 9 VUS to LP, 1 VUS to Likely Benign, and 1 LP variant to pathogenic. Conclusions Functional assays reclassified splice-altering variants outside canonical splice sites in BrS- and LQTS-associated genes.

Abstract Background KCNE1 encodes a 129-residue cardiac potassium channel (I Ks ) subunit. KCNE1 variants are associated with long QT syndrome and atrial fibrillation. However, most variants have insufficient evidence of clinical consequences and thus limited clinical utility. Results Here, we demonstrate the power of variant effect mapping, which couples saturation mutagenesis with high-throughput sequencing, to ascertain the function of thousands of protein coding KCNE1 variants. We comprehensively assayed KCNE1 variant cell surface expression (2,554/2,709 possible single amino acid variants) and function (2,539 variants). We identified 470 loss-of-surface expression and 588 loss-of-function variants. Out of the 588 loss-of-function variants, only 155 had low cell surface expression. The latter half of the protein is dispensable for protein trafficking but essential for channel function. 22 of the 30 KCNE1 residues (73%) highly intolerant of variation were in predicted close contact with binding partners KCNQ1 or calmodulin. Our data were highly concordant with gold standard electrophysiological data (ρ = −0.65), population and patient cohorts (32/38 concordant variants), and computational metrics (ρ = −0.55). Our data provide moderate-strength evidence for the ACMG/AMP functional criteria for benign and pathogenic variants. Conclusions Comprehensive variant effect maps of KCNE1 can both provide insight into I Ks channel biology and help reclassify variants of uncertain significance.

Abstract Introduction Up to 30% of patients with Brugada Syndrome (BrS) carry loss-of-function (LoF) variants in the cardiac sodium channel gene SCN5A . Recent studies have suggested that the SCN5A protein product Na V 1.5 can form dimers and exert dominant negative effects. Methods We identified 35 LoF variants (<10% peak current compared to wild type (WT)) and 15 partial LoF variants (10-50% peak current compared to WT) that we assessed for dominant negative behavior. SCN5A variants were studied in HEK293T cells alone or in heterozygous co-expression with WT SCN5A using automated patch clamp. To assess clinical risk, we compared the prevalence of dominant negative vs. putative haploinsufficient (frameshift/splice site) variants in a BrS case consortium and the gnomAD population database. Results In heterozygous expression with WT, 32/35 LoF variants and 6/15 partial LoF showed reduction to <75% of WT-alone peak I Na , demonstrating a dominant negative effect. Carriers of dominant negative LoF missense variants had an enriched disease burden compared to putative haploinsufficient variant carriers (2.7-fold enrichment in BrS cases, p=0.019). Conclusions Most SCN5A missense LoF variants exert a dominant negative effect. Cohort analyses reveal that this class of variant confers an especially high burden of BrS.

Variants in ion channel genes have classically been studied in low-throughput by patch clamping. Deep Mutational Scanning (DMS) is a complementary approach that can simultaneously assess function of thousands of variants. We have developed and validated a method to perform a DMS of variants in SCN5A, which encodes the major voltage-gated sodium channel in the heart. We created a library of nearly all possible variants in a 36 base region of SCN5A in the S4 voltage sensor of domain IV and stably integrated the library into HEK293T cells. In preliminary experiments, challenge with three drugs (veratridine, brevetoxin, and ouabain) could discriminate wildtype channels from gain and loss of function pathogenic variants. High-throughput sequencing of the pre- and post-drug challenge pools was used to count the prevalence of each variant and identify variants with abnormal function. The DMS scores identified 40 putative gain of function and 33 putative loss of function variants. For 8/9 variants, patch clamping data was consistent with the scores. These experiments demonstrate the accuracy of a high-throughput in vitro scan of SCN5A variant function, which can be used to identify deleterious variants in SCN5A and other ion channel genes.

Abstract Hereditary hemochromatosis (HH) is an autosomal recessive disorder of excess iron absorption. The most common form, HH1, is caused by loss of function variants in HFE. HFE encodes a cell surface protein that binds to the Transferrin Receptor (TfR1), reducing TfR1’s affinity for the transferrin/iron complex and thereby limiting cellular iron uptake. Two common missense alleles for HH1 have been identified, HFE C282Y and HFE H63D; H63D is considered to be a less penetrant allele. When we deployed Phenotype Risk Scores (PheRS), a method that aggregates multiple symptoms together in Electronic Health Records (EHRs), we identified HFE E168Q as a novel variant associated with HH. E168Q is on the same haplotype as H63D, and in a crystal structure HFE E168 lies at the interface of the HFE-TfR1 interaction and makes multiple salt bridge connections with TfR1. In in vitro cell surface abundance experiments, the HFE E168Q+H63D double mutation surprisingly increased cell surface abundance of HFE by 10-fold compared to wildtype. In coimmunoprecipitation experiments, however, HFE C282Y, E168Q, and E168Q+H63D completely abolished the interaction between HFE and TfR1, while H63D alone only partially reduced binding. These findings provide mechanistic insight to validate the PheRS result that HFE E168Q is an HH1-associated allele and lead to the reclassification of E168Q from a variant of uncertain significance to a pathogenic variant, according to ACMG guidelines. HFE E168Q results in loss of HFE function by disrupting the HFE-TfR1 interaction. In addition, some disease manifestations attributed to H63D may reflect the functional effects of E168Q.

BACKGROUND: Brugada syndrome is an inheritable arrhythmia condition that is associated with rare, loss-of-function variants in SCN5A . Interpreting the pathogenicity of SCN5A missense variants is challenging, and ≈79% of SCN5A missense variants in ClinVar are currently classified as variants of uncertain significance. Automated patch clamp technology enables high-throughput functional studies of ion channel variants and can provide evidence for variant reclassification. METHODS: An in vitro SCN5A –Brugada syndrome automated patch clamp assay was generated and independently studied at Vanderbilt University Medical Center and Victor Chang Cardiac Research Institute. The assay was calibrated according to ClinGen Sequence Variant Interpretation recommendations using high-confidence variant controls (n=49). Normal and abnormal ranges of function were established based on the distribution of benign variant assay results. Odds of pathogenicity values were derived from the experimental results according to ClinGen Sequence Variant Interpretation recommendations. The calibrated assay was then used to study SCN5A variants of uncertain significance observed in 4 families with Brugada syndrome and other arrhythmia phenotypes associated with SCN5A loss-of-function. RESULTS: Variant channel parameters generated independently at the 2 research sites showed strong correlations, including peak I Na density ( R 2 =0.86). The assay accurately distinguished benign controls (24/25 concordant variants) from pathogenic controls (23/24 concordant variants). Odds of pathogenicity values yielded 0.042 for normal function and 24.0 for abnormal function, corresponding to strong evidence for both American College of Medical Genetics and Genomics/Association for Molecular Pathology benign and pathogenic functional criteria (BS3 and PS3, respectively). Application of the assay to 4 clinical SCN5A variants of uncertain significance revealed loss-of-function for 3/4 variants, enabling reclassification to likely pathogenic. CONCLUSIONS: This validated high-throughput assay provides clinical-grade functional evidence to aid the classification of current and future SCN5A –Brugada syndrome variants of uncertain significance.

Purpose: A major challenge in genomic medicine is how to best predict risk of disease from rare variants discovered in Mendelian disease genes but with limited phenotypic data. We have recently used Bayesian methods to show that in vitro functional measurements and computational pathogenicity classification of variants in the cardiac gene SCN5A correlate with rare arrhythmia penetrance. We hypothesized that similar predictors could be used to impute variant-specific penetrance prior probabilities. Methods: From a review of 756 publications, we developed a pattern mixture algorithm, based on a Bayesian Beta-Binomial model, to generate SCN5A variant-specific penetrance priors for the heart arrhythmia Brugada syndrome (BrS). Results: The resulting priors correlate with mean BrS penetrance posteriors (cross validated R2 = 0.41). SCN5A variant function and structural context provide the most information predictive of BrS penetrance. The resulting priors are interpretable as equivalent to the observation of affected and unaffected carriers. Conclusions: Bayesian estimates of penetrance can efficiently integrate variant-specific data (e.g. functional, structural, and sequence) to accurately estimate disease risk attributable to individual variants. We suggest this formulation of penetrance is quantitative, probabilistic, and more precise than, but consistent with, discrete pathogenicity classification approaches.

ABSTRACT Background KCHN2 encodes the K V 11.1 potassium channel responsible for I Kr , a major repolarization current during the cardiomyocyte action potential. Variants in KCNH2 that decrease I Kr can cause Type 2 Long QT syndrome, usually due to mistrafficking to the cell surface. Accurately discriminating between variants with normal and abnormal trafficking would help clinicians identify and treat individuals at risk of a major cardiac event. The volume of reported non-synonymous KCNH2 variants preclude the use of conventional electrophysiologic methods for functional study. Objective To report a high-throughput, multiplexed screening method for KCNH2 genetic variants capable of measuring the cell surface abundance of hundreds of missense variants in KCNH2 . Methods We develop a method to quantitate KCNH2 variant trafficking on a pilot region of 11 residues in the S5 helix, and generate trafficking scores for 220/231 missense variants in this region. Results For 5/5 variants, high-throughput trafficking scores validated when tested in single variant flow cytometry and confocal microscopy experiments. We additionally compare our results with planar patch electrophysiology and find that loss-of-trafficking variants do not produce I Kr , but that some variants which traffic normally may still be functionally compromised. Conclusions Here, we describe a new method for detecting trafficking-deficient variants in KCNH2 in a multiplexed assay. This new method accurately generates trafficking data for variants in KCNH2 and can be readily extended to all residues in Kv11.1 and to other cell surface proteins. CLINICAL IMPLICATIONS Hundreds of KCNH2 variants have been observed to date, and thousands more will be found as clinical and population sequencing efforts become increasingly widespread. The major mechanism of K V 11.1 loss of function is misfolding and failure to traffic to the cell surface. Deep mutational scanning of KCNH2 trafficking is a scalable, high-throughput method that can help identify new loss of function variants and decipher the large number of KCNH2 variants being found in the population.

Abstract Background We identified a novel SCN5A variant, E171Q, in a neonate with very frequent ectopy and reduced ejection fraction which normalized after arrhythmia suppression by flecainide. This clinical picture is consistent with multifocal ectopic Purkinje-related premature contractions (MEPPC). Most previous reports of MEPPC have implicated SCN5A variants such as R222Q that neutralize positive charges in the S4 voltage sensor helix of the channel protein Na V 1.5 and generate a gating pore current. Methods and Results E171 is a highly conserved negatively-charged residue located in the S2 transmembrane helix of Na V 1.5 domain I. E171 is a key component of the Gating Charge Transfer Center, a region thought to be critical for normal movement of the S4 voltage sensor helix. We used heterologous expression, CRISPR-edited induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes (iPSC-CMs), and molecular dynamics simulations to demonstrate that E171Q generates a gating pore current, which was suppressed by a low concentration of flecainide (IC50 = 0.71±0.07 µM). R222Q shifts voltage dependence of activation and inactivation in a negative direction but we observed positive shifts with E171Q. E171Q iPSC-CMs demonstrated abnormal spontaneous activity and prolonged action potentials. Molecular dynamics simulations revealed that both R222Q and E171Q proteins generate a water-filled permeation pathway that underlies generation of the gating pore current. Conclusion Previously identified MEPPC-associated variants that create gating pore currents are located in positively-charged residues in the S4 voltage sensor and generate negative shifts in the voltage dependence of activation and inactivation. We demonstrate that neutralizing a negatively charged S2 helix residue in the Gating Charge Transfer Center generates positive shifts but also create a gating pore pathway. These findings implicate the gating pore pathway as the primary functional and structural determinant of MEPPC and widen the spectrum of variants that are associated with gating pore-related disease in voltage-gated ion channels.