Cancer cells, including melanoma cells, often metastasize regionally through the lymphatic system before metastasizing systemically through the blood1–4; however, the reason for this is unclear. Here we show that melanoma cells in lymph experience less oxidative stress and form more metastases than melanoma cells in blood. Immunocompromised mice with melanomas derived from patients, and immunocompetent mice with mouse melanomas, had more melanoma cells per microlitre in tumour-draining lymph than in tumour-draining blood. Cells that metastasized through blood, but not those that metastasized through lymph, became dependent on the ferroptosis inhibitor GPX4. Cells that were pretreated with chemical ferroptosis inhibitors formed more metastases than untreated cells after intravenous, but not intralymphatic, injection. We observed multiple differences between lymph fluid and blood plasma that may contribute to decreased oxidative stress and ferroptosis in lymph, including higher levels of glutathione and oleic acid and less free iron in lymph. Oleic acid protected melanoma cells from ferroptosis in an Acsl3-dependent manner and increased their capacity to form metastatic tumours. Melanoma cells from lymph nodes were more resistant to ferroptosis and formed more metastases after intravenous injection than did melanoma cells from subcutaneous tumours. Exposure to the lymphatic environment thus protects melanoma cells from ferroptosis and increases their ability to survive during subsequent metastasis through the blood. Melanoma cells undergo less oxidative stress and less ferroptosis in lymph than in blood, owing to higher levels of oleic acid in lymph, and thus exposure to the lymphatic environment increases subsequent metastasis through blood.

Abstract The pentose phosphate pathway is a major source of NADPH for oxidative stress resistance in cancer cells but there is limited insight into its role in metastasis, when some cancer cells experience high levels of oxidative stress. To test this, we mutated the substrate binding site of Glucose-6-phosphate dehydrogenase (G6PD), which catalyzes the first step of the pentose phosphate pathway, in patient-derived melanomas. G6PD mutant melanomas had significantly decreased G6PD enzymatic activity and depletion of intermediates in the oxidative branch of the pentose phosphate pathway. Reduced G6PD function had little effect on the formation of primary subcutaneous tumors but when these tumors spontaneously metastasized the frequency of circulating melanoma cells in the blood and metastatic disease burden were significantly reduced. G6PD mutant melanomas exhibited increased levels of reactive oxygen species (ROS), decreased NADPH levels, and depleted glutathione as compared to control melanomas. G6PD mutant melanomas compensated for this increase in oxidative stress by increasing the production of NADPH through glutaminolysis. This generated a new metabolic vulnerability as G6PD mutant melanomas were more dependent upon glutamine as compared to control melanomas. The oxidative pentose phosphate pathway and compensatory glutaminolysis thus confer layered protection against oxidative stress during metastasis. Significance Melanoma metastasis is limited by oxidative stress. Cells that enter the blood experience high levels of ROS and usually die of ferroptosis. We found that melanoma cells become more dependent upon the oxidative branch of the pentose phosphate pathway to manage oxidative stress during metastasis. When pentose phosphate pathway function was disabled by G6PD mutation, the melanoma cells increased their utilization of malic enzyme, fueled by increased consumption of glutamine in the tricarboxylic acid cycle. Melanoma cells thus have redundant and layered protection against oxidative stress.

Mitochondria house many metabolic pathways required for homeostasis and growth. To explore how human cells respond to mitochondrial dysfunction, we performed metabolomics in fibroblasts from patients with various mitochondrial disorders and cancer cells with electron transport chain (ETC) blockade. These analyses revealed extensive perturbations in purine metabolism, and stable isotope tracing demonstrated that ETC defects suppress de novo purine synthesis while enhancing purine salvage. In human lung cancer, tumors with markers of low oxidative mitochondrial metabolism exhibit enhanced expression of the salvage enzyme hypoxanthine phosphoribosyl transferase 1 (HPRT1) and high levels of the HPRT1 product inosine monophosphate. Mechanistically, ETC blockade activates the pentose phosphate pathway, providing phosphoribosyl diphosphate to drive purine salvage supplied by uptake of extracellular bases. Blocking HPRT1 sensitizes cancer cells to ETC inhibition. These findings demonstrate how cells remodel purine metabolism upon ETC blockade and uncover a new metabolic vulnerability in tumors with low respiration.

SUMMARY Mutations affecting isocitrate dehydrogenase (IDH) enzymes are prevalent in glioma, leukemia, and other cancers. Although mutant IDH inhibitors are effective against leukemia, they appear less active in aggressive glioma, underscoring the need for alternative treatment strategies. Through a chemical synthetic lethality screen, we discovered that IDH1 mutant glioma cells are hypersensitive to drugs targeting enzymes in the de novo pyrimidine nucleotide synthesis pathway, including dihydroorotate dehydrogenase (DHODH). We developed a genetically engineered mouse model of mutant IDH1-driven astrocytoma and used it and multiple patient-derived models to show that the brain-penetrant DHODH inhibitor BAY 2402234 displays monotherapy efficacy against IDH mutant gliomas. Mechanistically, this vulnerability selectively applies to de novo pyrimidine, but not purine, synthesis because glioma cells engage disparate programs to produce these nucleotide species and because IDH oncogenes increase DNA damage upon nucleotide pool imbalance. Our work outlines a tumor-selective, biomarker-guided therapeutic strategy that is poised for clinical translation.

ABSTRACT Reticular Dysgenesis is a particularly grave form of severe combined immunodeficiency that affects the adaptive and innate immune system. Patients suffer from congenital neutropenia, lymphopenia, and deafness. The disease is caused by biallelic loss of function in mitochondrial Adenylate Kinase 2 (AK2). AK2 mediates the phosphorylation of AMP to ADP, as substrate for ATP synthesis. Accordingly, declining oxidative phosphorylation has been postulated as the driver of disease pathology. The mechanistic basis, however, remains incompletely understood. Single cell RNA-sequencing of patient bone marrow cells implicated altered RNA catabolism and ribonucleoprotein synthesis in the pathogenesis of Reticular Dysgenesis. To investigate these findings, we developed a disease model based on CRISPR-mediated disruption of the AK2 gene in primary human hematopoietic stem cells. We found that AK2-deficient myeloid progenitor cells not only have compromised mitochondrial energy metabolism and increased AMP levels, but also NAD + and aspartate depletion, metabolites that rely on TCA-cycle activity for regeneration and synthesis. Furthermore, AK2-deficient cells exhibited strikingly increased levels of the purine nucleotide precursor IMP, decreased cellular RNA content, ribosome subunit expression, protein synthesis and a profoundly hypo-proliferative phenotype. The rise in IMP levels stemmed from increased AMP deamination. Pharmacologic inhibition of AMP deaminase normalized IMP levels in AK2-deficient cells, but further aggravated the disease phenotype, pointing to AMP catabolism as a possible metabolic adaptation to mitigate AMP-mediated toxicity. Inducing an adenosine disequilibrium in control cells produced a similar myeloid maturation defect. This study shows that AK2 deficiency globally curtailed mitochondrial metabolism resulting in NAD + and aspartate deficiency and disordered purine metabolism. AMP accumulation and its detrimental effects on ribonucleotide synthesis capacity may contribute to the failure of myelopoiesis in Reticular Dysgenesis.

Little is known about the metabolic regulation of rare cell populations because most metabolites are hard to detect in small numbers of cells. We previously described a method for metabolomic profiling of flow cytometrically-isolated hematopoietic stem cells (HSCs) that detects approximately 60 metabolites in 10,000 cells (Agathocleous et al., 2017). Here we describe a new method involving hydrophilic liquid interaction chromatography (HILIC) and high-sensitivity orbitrap mass spectrometry that detected approximately 160 metabolites in 10,000 HSCs, including many more glycolytic and lipid intermediates. We improved chromatographic separation, increased mass resolution, minimized ion suppression, extracted with acetonitrile, and eliminated sample drying. Most metabolites did not significantly change during cell preparation and sorting. We used this method to profile HSCs and circulating melanoma cells. HSCs exhibited increased glycerophospholipid metabolites relative to unfractionated bone marrow cells and altered purine biosynthesis after methotrexate treatment in vivo. Circulating melanoma cells were depleted for purine intermediates relative to subcutaneous tumors, suggesting they decrease purine synthesis during metastasis. These methods facilitate the routine metabolomic analysis of rare cell populations from tissues. Impact statement We developed a method for metabolomic analysis of small numbers of flow cytometrically isolated cells from rare cell populations such as hematopoietic stem cells and circulating cancer cells.

SUMMARY Stable isotopes are powerful tools to assess metabolism. 13 C labeling is detected using nuclear magnetic resonance spectroscopy (NMRS) or mass spectrometry (MS). MS has excellent sensitivity but generally cannot discriminate among different 13 C positions (isotopomers), whereas NMRS is less sensitive but reports some isotopomers. Here, we develop an MS method that reports all 16 aspartate and 32 glutamate isotopomers while requiring 1% of the sample used for NMRS. This method discriminates between pathways that result in the same number of 13 C labels in aspartate and glutamate, providing enhanced specificity over conventional MS. We demonstrate regional metabolic heterogeneity within human tumors, document the impact of fumarate hydratase deficiency in human renal cancers, and investigate the contributions of TCA cycle turnover and CO 2 recycling to isotope labeling in vivo. This method can accompany NMRS or standard MS to provide outstanding sensitivity in isotope labeling experiments, particularly in vivo.

SUMMARY Cancer cells have different metabolic requirements as compared to their corresponding normal tissues. This is thought to reflect metabolic reprogramming during transformation. An alternative possibility is that some metabolic requirements of cancer cells reflect a maintenance of the metabolism of the specific normal cell type from which cancer cells originate. Here, we investigate this hypothesis by comparing glucose use in normal hematopoiesis and in leukemia. T cell progenitors in the thymus were glucose avid and oxidized more glucose in the tricarboxylic acid (TCA) cycle through pyruvate dehydrogenase (PDH) as compared to hematopoietic stem cells (HSCs) or other hematopoietic cells. PDH deletion reduced the number of double positive (DP) T cell progenitors but had no effect on HSCs, myeloid progenitors and other hematopoietic cells we examined. PDH deletion blocked the development of T cell leukemia from Pten- deficient DP progenitors, but not the development of a myeloid neoplasm from Pten- deficient HSCs or myeloid progenitors. Therefore, the requirement of glucose oxidation for leukemia development is inherited from the normal cell of origin and occurs independently of the driver genetic lesion. PDH was not required in vivo to generate acetyl-CoA or maintain levels of TCA cycle metabolites but to prevent pyruvate accumulation and to maintain glutathione levels and redox homeostasis.

SUMMARY Cancer cells reprogram their metabolism to support cell growth and proliferation in harsh environments. While many studies have documented the importance of mitochondrial oxidative phosphorylation (OXPHOS) in tumor growth, some cancer cells experience conditions of reduced OXPHOS in vivo and induce alternative metabolic pathways to compensate. To assess how human cells respond to mitochondrial dysfunction, we performed metabolomics in fibroblasts and plasma from patients with inborn errors of mitochondrial metabolism, and in cancer cells subjected to inhibition of the electron transport chain (ETC). All these analyses revealed extensive perturbations in purine-related metabolites; in non-small cell lung cancer (NSCLC) cells, ETC blockade led to purine metabolite accumulation arising from a reduced cytosolic NAD + /NADH ratio (NADH reductive stress). Stable isotope tracing demonstrated that ETC deficiency suppressed de novo purine nucleotide synthesis while enhancing purine salvage. Analysis of NSCLC patients infused with [U- 13 C]glucose revealed that tumors with markers of low oxidative mitochondrial metabolism exhibited high expression of the purine salvage enzyme HPRT1 and abundant levels of the HPRT1 product inosine monophosphate (IMP). ETC blockade also induced production of ribose-5’ phosphate (R5P) by the pentose phosphate pathway (PPP) and import of purine nucleobases. Blocking either HPRT1 or nucleoside transporters sensitized cancer cells to ETC inhibition, and overexpressing nucleoside transporters was sufficient to drive growth of NSCLC xenografts. Collectively, this study mechanistically delineates how cells compensate for suppressed purine metabolism in response to ETC blockade, and uncovers a new metabolic vulnerability in tumors experiencing NADH excess.