One significant problem in monitoring a culture's evolution is to assess change in cell viability. We have demonstrated that LDH release could be a good indicator of cellular damage of many cell lines, especially during shear stress or sonication. Moreover, we have found a significant correlation between the number of dead cells, determined by Trypan Blue staining, and LDH activity measurements in the supernatant of hybridoma strains, whatever the culture conditions. We have also shown that when viability is still near 100% no LDH is released even at high cell concentrations. Therefore, LDH should serve as a potential marker of cell injury and death.

Abstract After a spinal cord injury, axons fail to regrow, which results in permanent loss of function 1 . This is in contrast with peripheral axons that can regrow efficiently after injury 2 . These differences are partly due to the different plasticity of myelinating cells, Schwann cells and oligodendrocytes, in these two systems 3 . The molecular mechanisms underlying this different plasticity remain however poorly understood. Here, we show that the phosphatase Dusp6 4 is a master inhibitor of oligodendrocyte plasticity after spinal cord injury. Dusp6 is rapidly downregulated in Schwann cells and upregulated in oligodendrocytes after axon injury. Simultaneously, the MAP kinases ERK1/2 are activated and the transcription factor c-Jun is upregulated in Schwann cells 5,6 , but not in oligodendrocytes. Ablation or inactivation of Dusp6 induces rapid ERK1/2 phosphorylation, c-Jun upregulation and filopodia formation in oligodendrocytes, leading to mechanically-induced, fast disintegration of distal ends of injured axons, myelin clearance and axonal regrowth. Together, our findings provide understanding of the mechanisms underlying the different plasticity of Schwann cells and oligodendrocytes after injury and a method to convert mature oligodendrocytes exhibiting inhibitory cues for axonal regrowth into repair oligodendrocytes reminiscent of repair Schwann cells. We show that repair oligodendrocytes successfully increase the compatibility of the spinal cord environment with axonal regrowth after injury, suggesting a potential use of repair oligodendrocytes as future therapeutic approach to treat spinal cord injuries.

DNA-based tension probes with precisely programmable force response provide important insights into cellular mechanosensing. However, their degradability in cell culture limits their use for long-term imaging, for instance, when cells migrate, divide, and differentiate. This is a critical limitation for providing insights into mechanobiology for these longer-term processes. Here, we present DNA-based tension probes that are entirely designed based on the stereoisomer of biological D-DNA, i.e., L-DNA. We demonstrate that L-DNA tension probes are essentially indestructible by nucleases and provide days-long imaging without significant loss in image quality. We also show their superiority already for short imaging times commonly used for classical D-DNA tension probes. We showcase the potential of these resilient probes to image minute movements, and for generating long term force maps of single cells and for the first time, of collectively migrating cell populations.

Abstract Synaptic signaling depends on ATP generated by mitochondria. Due to extensive connectivity, the striatum is especially vulnerable to mitochondrial dysfunction and thus requires efficient mitochondrial quality control and repair. We found that global knockout of the neuronal calcium-binding protein 2 (NECAB2) in the mouse causes loss of striatal synapses and behavioral phenotypes related to striatal dysfunction such as reduced motivation and altered sensory gating. Striatal mitochondria from Necab2 knockout mice are more abundant and smaller. They are characterized by increased respiration and superoxide production resulting in oxidative stress. This accumulation of dysfunctional mitochondria is caused by a defective assembly of mitochondria with early endosomes in a pathway that involves the small GTPase Rab5 and its guanine nucleotide exchange factor Alsin/ALS2. NECAB2 therefore participates in an endosomal pathway of mitochondrial stress response and repair important for striatal function.

DNA‐based tension probes with precisely programmableforce response provide important insights into cellularmechanosensing. However, their degradability in cell culture limitstheir use for long‐term imaging, for instance, when cells migrate,divide, and differentiate. This is a critical limitation for providinginsights into mechanobiology for these longer‐term processes. Here,we present DNA‐based tension probes that are entirely designedbased on the stereoisomer of biological D‐DNA, i.e., L‐DNA. Wedemonstrate that L‐DNA tension probes are essentially indestructibleby nucleases and provide days‐long imaging without significant lossin image quality. We also show their superiority already for shortimaging times commonly used for classical D‐DNA tension probes.We showcase the potential of these resilient probes to image minutemovements, and for generating long term force maps of single cellsand of collectively migrating cell populations.