Modification of target molecules by ubiquitin or ubiquitin-like (Ubl) proteins is generally reversible. Little is known, however, about the physiological function of the reverse reaction, deconjugation. Atg8 is a unique Ubl protein whose conjugation target is the lipid phosphatidylethanolamine (PE). Atg8 functions in the formation of double-membrane autophagosomes, a central step in the well-conserved intracellular degradation pathway of macroautophagy (hereafter autophagy). Here we show that the deconjugation of Atg8−PE by the cysteine protease Atg4 plays dual roles in the formation of autophagosomes. During the early stage of autophagosome formation, deconjugation releases Atg8 from non-autophagosomal membranes to maintain a proper supply of Atg8. At a later stage, the release of Atg8 from intermediate autophagosomal membranes facilitates the maturation of these structures into fusion-capable autophagosomes. These results provide new insights into the functions of Atg8−PE and its deconjugation.

Summary Since the outbreak of the SARS-CoV-2 pandemic, there have been intense structural studies on purified recombinant viral components and inactivated viruses. However, investigation of the SARS-CoV-2 infection in the native cellular context is scarce, and there is a lack of comprehensive knowledge on SARS-CoV-2 replicative cycle. Understanding the genome replication, assembly and egress of SARS-CoV-2, a multistage process that involves different cellular compartments and the activity of many viral and cellular proteins, is critically important as it bears the means of medical intervention to stop infection. Here, we investigated SARS-CoV-2 replication in Vero cells under the near-native frozen-hydrated condition using a unique correlative multi-modal, multi-scale cryo-imaging approach combining soft X-ray cryo-tomography and serial cryoFIB/SEM volume imaging of the entire SARS-CoV-2 infected cell with cryo-electron tomography (cryoET) of cellular lamellae and cell periphery, as well as structure determination of viral components by subtomogram averaging. Our results reveal at the whole cell level profound cytopathic effects of SARS-CoV-2 infection, exemplified by a large amount of heterogeneous vesicles in the cytoplasm for RNA synthesis and virus assembly, formation of membrane tunnels through which viruses exit, and drastic cytoplasm invasion into nucleus. Furthermore, cryoET of cell lamellae reveals how viral RNAs are transported from double-membrane vesicles where they are synthesized to viral assembly sites; how viral spikes and RNPs assist in virus assembly and budding; and how fully assembled virus particles exit the cell, thus stablishing a model of SARS-CoV-2 genome replication, virus assembly and egress pathways.

Abstract Carboxysomes are a family of bacterial microcompartments in cyanobacteria and chemoautotrophs. It encapsulates carbonic anhydrase and Ribulose 1,5-bisphosphate carboxylase/oxygenase (Rubisco) catalysing carbon fixation inside a proteinaceous shell. How Rubisco packs into the carboxysomes is unknown. Using cryo-electron tomography and subtomogram averaging, we present 3D organization of Rubisco inside two types of native α-carboxysomes from a marine α-cyanobacterium Cyanobium sp. PCC 7001 and a chemoautotrophic bacterium Halothiobacillus neapolitanus . We determined the structures of Rubiscos within native Halothiobacillus and Cyanobium carboxysomes at 3.3 Å and 3.8 Å resolution respectively and further identified an associated CsoS2 segment. Interestingly, CsoS2 is only associated with a sub-population of Rubiscos that are close to the shell in Halothiobacillus , but with all Rubiscos throughout Cyanobium carboxysome. Moreover, Rubiscos in Cyanobium carboxysomes are organized in three concentric layers whereas Rubiscos in Halothiobacillus carboxysomes are arranged in spiral arrays. Calcium treatment induced a drastic re-organization of Rubiscos, converting these two distinct assemblies into ordered lattice arrays in both α-carboxysomes. Our findings provide critical knowledge of the assembly principles of α-carboxysomes, which may aid in rational design and repurpose of carboxysome structures for new functions.

There are only eight approved small molecule antiviral drugs for treating COVID-19. Among them, four are nucleotide analogues (remdesivir, JT001, molnupiravir, and azvudine), while the other four are protease inhibitors (nirmatrelvir, ensitrelvir, leritrelvir, and simnotrelvir-ritonavir). Antiviral resistance, unfavourable drug‒drug interaction, and toxicity have been reported in previous studies. Thus there is a dearth of new treatment options for SARS-CoV-2. In this work, a three-tier cell-based screening was employed to identify novel compounds with anti-SARS-CoV-2 activity. One compound, designated

Coronaviruses remodel the intracellular host membranes during replication, forming double-membrane vesicles (DMVs) to accommodate viral RNA synthesis and modifications1,2. SARS-CoV-2 non-structural protein 3 (nsp3) and nsp4 are the minimal viral components required to induce DMV formation and to form a double-membrane-spanning pore, essential for the transport of newly synthesized viral RNAs3–5. The mechanism of DMV pore complex formation remains unknown. Here we describe the molecular architecture of the SARS-CoV-2 nsp3–nsp4 pore complex, as resolved by cryogenic electron tomography and subtomogram averaging in isolated DMVs. The structures uncover an unexpected stoichiometry and topology of the nsp3–nsp4 pore complex comprising 12 copies each of nsp3 and nsp4, organized in 4 concentric stacking hexamer rings, mimicking a miniature nuclear pore complex. The transmembrane domains are interdigitated to create a high local curvature at the double-membrane junction, coupling double-membrane reorganization with pore formation. The ectodomains form extensive contacts in a pseudo-12-fold symmetry, belting the pore complex from the intermembrane space. A central positively charged ring of arginine residues coordinates the putative RNA translocation, essential for virus replication. Our work establishes a framework for understanding DMV pore formation and RNA translocation, providing a structural basis for the development of new antiviral strategies to combat coronavirus infection. A study details the molecular architecture of the double-membrane-spanning pore formed by the proteins nsp3 and nsp4 in double-membrane vesicles of SARS-CoV-2.

Abstract Vaccines against SARS-CoV-2 have been proven to be an effective means of decreasing COVID-19 mortality, hospitalization rates, and transmission. One of the vaccines deployed worldwide is ChAdOx1 nCoV-19, which uses an adenovirus vector to drive the expression of the original SARS-CoV-2 spike on the surface of transduced cells. Using cryo-electron tomography and subtomogram averaging, we determined the native structures of the vaccine product expressed on cell surfaces in situ . We show that ChAdOx1-vectored vaccines expressing the Beta SARS-CoV-2 variant produce abundant native prefusion spikes predominantly in one-RBD-up conformation. Furthermore, the ChAdOx1 vectored HexaPro stabilized spike yields higher cell surface expression, enhanced RBD exposure, and reduced shedding of S1 compared to the wild-type. We demonstrate in situ structure determination as a powerful means for studying antigen design options in future vaccine development against emerging novel SARS-CoV-2 variants and broadly against other infectious viruses.

Diabetes is an extremely costly disease, one-third of which are attributed to the management of diabetic foot disease including chronic, non-healing, diabetic foot ulcers (DFUs). Therefore, much effort is needed to understand the pathogenesis of DFUs and novel therapeutics. We utilized exosome staining to confirm the interaction between fibroblast-derived exosomes and macrophages. Subsequently, we employed public data and qPCR to screen for upregulated miRNAs in fibroblast-derived exosomes in DFUs. The relationship between was validate miR-93-5 and ATG16L1 through data prediction and dual-luciferase reporter assays. A variety of molecular biology experiments were used for subsequent pathway validation. Additionally, we established Atg16l1

Abstract Carboxysomes are a paradigm of self-assembling proteinaceous organelles found in nature, offering compartmentalisation of enzymes and pathways to enhance carbon fixation. In α-carboxysomes, the disordered linker protein CsoS2 plays an essential role in carboxysome assembly and Rubisco encapsulation. Its mechanism of action, however, is not fully understood. Here we synthetically engineered α-carboxysome shells using minimal shell components and determined cryoEM structures of these to decipher the principle of shell assembly and encapsulation. The structures reveal that the intrinsically disordered CsoS2 C-terminus is well-structured and acts as a universal “molecular thread” stitching through multiple shell protein interfaces. We further uncovered in CsoS2 a remarkable highly conserved repetitive key interaction motif, [IV]TG, which is critical to the shell assembly and architecture. Our study provides a general mechanism for the CsoS2-govern carboxysome shell assembly and cargo encapsulation and further advances synthetic engineering of carboxysomes for diverse biotechnological applications.

Abstract Perforin-2 (PFN2, MPEG1) is a key pore-forming protein in mammalian innate immunity restricting intracellular bacteria proliferation. It forms a membrane-bound pre-pore complex that converts to a pore-forming structure upon acidification; but its mechanism of conformational transition has been debated. Here we used cryo-electron microscopy, tomography and subtomogram averaging to determine structures of PFN2 in pre-pore and pore conformations in isolation and bound to liposomes. In isolation and upon acidification, the pre-assembled complete pre-pore rings convert to pores in both flat ring and twisted conformations. The twisted pore structure suggests an intermediate or alternative state to the flat conformation, and a capacity to distort the underlying membrane during membrane insertion. On membranes, in situ assembled PFN2 pre-pores display various degrees of completeness; whereas PFN2 pores are mainly incomplete arc structures that follow the same subunit packing arrangements as found in isolation. Both assemblies on membranes use their P2 β-hairpin for binding to the lipid membrane surface. These structural snapshots in different states reveal a molecular mechanism for PFN2 pre-pore to pore transition on a targeted membrane.