Abstract In meiosis, cells undergo two sequential rounds of cell division, termed meiosis I and meiosis II. Textbook models of the meiosis I substage called pachytene show that nuclei have conspicuous 100-nm-wide, ladder-like synaptonemal complexes (SC), which form between homologous chromosomes. It remains unknown if cells have any other large, meiosis-specific nuclear structures. Here we present cryo-ET analysis of frozen-hydrated budding yeast cells before, during, and after pachytene. We found no evidence for the dense ladder-like structures expected of the SC or the ordered chromatin loops expected to project from their sides. Instead, we found large quantities of 12-nm-wide triple-helices that pack into crystalline bundles. These structures are present in meiotic cells, but not in interphase cells, so we call them meiotic triple helices (MTHs). MTHs are enriched in the nucleus but not enriched in the cytoplasm. Bundles of MTHs form at the same time as SCs in wild-type cells and also in mutant cells that are unable to form SCs. These results suggest that in yeast, SCs are not crystalline and that they coexist with large, previously unreported meiotic machines.

Abstract Carboxysomes are a family of bacterial microcompartments in cyanobacteria and chemoautotrophs. It encapsulates carbonic anhydrase and Ribulose 1,5-bisphosphate carboxylase/oxygenase (Rubisco) catalysing carbon fixation inside a proteinaceous shell. How Rubisco packs into the carboxysomes is unknown. Using cryo-electron tomography and subtomogram averaging, we present 3D organization of Rubisco inside two types of native α-carboxysomes from a marine α-cyanobacterium Cyanobium sp. PCC 7001 and a chemoautotrophic bacterium Halothiobacillus neapolitanus . We determined the structures of Rubiscos within native Halothiobacillus and Cyanobium carboxysomes at 3.3 Å and 3.8 Å resolution respectively and further identified an associated CsoS2 segment. Interestingly, CsoS2 is only associated with a sub-population of Rubiscos that are close to the shell in Halothiobacillus , but with all Rubiscos throughout Cyanobium carboxysome. Moreover, Rubiscos in Cyanobium carboxysomes are organized in three concentric layers whereas Rubiscos in Halothiobacillus carboxysomes are arranged in spiral arrays. Calcium treatment induced a drastic re-organization of Rubiscos, converting these two distinct assemblies into ordered lattice arrays in both α-carboxysomes. Our findings provide critical knowledge of the assembly principles of α-carboxysomes, which may aid in rational design and repurpose of carboxysome structures for new functions.

Abstract Detoxification of heme in Plasmodium depends on its crystallization into hemozoin. This pathway is a major target of antimalarial drugs. X-ray powder diffraction has established that the unit cell contains a cyclic hematin dimer, yet the pro-chiral nature of heme supports formation of four distinct stereoisomers, two centrosymmetric and two chiral enantiomers. Here we apply emerging methods of in situ cryo-electron tomography and diffraction to obtain a definitive structure of biogenic hemozoin. Individual crystals take a striking polar morphology. Diffraction analysis, supported by density functional theory, indicates a compositional mixture of one centrosymmetric and one chiral dimer, whose absolute configuration has been determined on the basis of crystal morphology and interaction with the aqueous medium. Structural modeling of the heme detoxification protein suggests a mechanism for dimer selection. The refined structure of hemozoin should serve as a guide to new drug development.

Abstract Motile bacteria detect ambient chemical gradients and control their locomotion via conserved chemotaxis signaling networks, enabling cells to locate nutrients, potential hosts and other important biological niches. The sensory apparatus of the chemotaxis pathway is an array of core-signaling units (CSU) composed of transmembrane chemoreceptors, the histidine kinase CheA and an adaptor protein CheW. Although chemotaxis pathways represent the best understood signaling systems, a detailed mechanistic understanding of signal transduction has been hindered by the lack of a complete structural picture of the CSU and extended array. In this study, we present the structure of the complete CSU from phage E-gene lysed E. coli cells, determined using cryo-electron tomography and sub-tomogram averaging to 12 Å resolution. Using AlphaFold2, we further predict the atomic structures of the CSU’s constituent proteins as well as key protein-protein interfaces, enabling the assembly an all-atom CSU model, which we conformationally refine using our cryoET map. Molecular dynamics simulations of the resulting model provide new insight into the periplasmic organization of the complex, including novel interactions between neighboring receptor ligand binding domains. Our results further elucidate previously unresolved interactions between individual CheA domains, including an anti-parallel P1 dimer and non-productive binding mode between P1 and P4, enhancing our understanding of the structural mechanisms underlying CheA signaling and regulation.

Abstract Carboxysomes are a paradigm of self-assembling proteinaceous organelles found in nature, offering compartmentalisation of enzymes and pathways to enhance carbon fixation. In α-carboxysomes, the disordered linker protein CsoS2 plays an essential role in carboxysome assembly and Rubisco encapsulation. Its mechanism of action, however, is not fully understood. Here we synthetically engineered α-carboxysome shells using minimal shell components and determined cryoEM structures of these to decipher the principle of shell assembly and encapsulation. The structures reveal that the intrinsically disordered CsoS2 C-terminus is well-structured and acts as a universal “molecular thread” stitching through multiple shell protein interfaces. We further uncovered in CsoS2 a remarkable highly conserved repetitive key interaction motif, [IV]TG, which is critical to the shell assembly and architecture. Our study provides a general mechanism for the CsoS2-govern carboxysome shell assembly and cargo encapsulation and further advances synthetic engineering of carboxysomes for diverse biotechnological applications.

Abstract The structure of chromatin plays pivotal roles in regulating gene transcription, DNA replication and repair, and chromosome segregation. This structure, however, remains elusive. Using cryo-FIB and cryo-ET, we delineated the 3D architecture of native chromatin fibres in intact interphase human T-lymphoblasts and determined the in-situ structures of nucleosomes in different conformations. These chromatin fibres are not structured as uniform 30 nm one-start or two-start filaments but are composed of relaxed, variable zigzag organizations of nucleosomes connected by straight linker DNA. Nucleosomes with little H1 and linker DNA density were distributed randomly without any spatial preference. This work sets a precedent for future high-resolution investigations on native chromatin structures in-situ at both a single-nucleosome level and a population level under many different cellular conditions in health and disease.

Abstract A significant part of the human genome consists of endogenous retroviruses sequences. Human endogenous retrovirus K (HERV-K) is the most recently acquired endogenous retrovirus, is activated and expressed in many cancers and amyotrophic lateral sclerosis and possibly contributes to the aging process. To understand the molecular architecture of endogenous retroviruses, we determined the structure of immature HERV-K from native virus-like particles (VLPs) using cryo-electron tomography and subtomogram averaging (cryoET STA). The HERV-K VLPs show a greater distance between the viral membrane and immature capsid lattice, correlating with the presence of additional peptides, SP1 and p15, between the capsid (CA) and matrix (MA) proteins compared to the other retroviruses. The resulting cryoET STA map of the immature HERV-K capsid at 3.2 Å resolution shows a hexamer unit oligomerized through a 6-helix bundle which is further stabilized by a small molecule in the same way as the IP6 in immature HIV-1 capsid. The HERV-K immature CA hexamer assembles into the immature lattice via highly conserved dimmer and trimer interfaces, whose interactions were further detailed through all-atom molecular dynamics simulations and supported by mutational studies. A large conformational change mediated by the flexible linker between the N-terminal and the C-terminal domains of CA occurs between the immature and the mature HERV-K capsid protein, analogous to HIV-1. Comparison between HERV-K and other retroviral immature capsid structures reveals a highly conserved mechanism for the assembly and maturation of retroviruses across genera and evolutionary time.

Abstract Vaccines against SARS-CoV-2 have been proven to be an effective means of decreasing COVID-19 mortality, hospitalization rates, and transmission. One of the vaccines deployed worldwide is ChAdOx1 nCoV-19, which uses an adenovirus vector to drive the expression of the original SARS-CoV-2 spike on the surface of transduced cells. Using cryo-electron tomography and subtomogram averaging, we determined the native structures of the vaccine product expressed on cell surfaces in situ . We show that ChAdOx1-vectored vaccines expressing the Beta SARS-CoV-2 variant produce abundant native prefusion spikes predominantly in one-RBD-up conformation. Furthermore, the ChAdOx1 vectored HexaPro stabilized spike yields higher cell surface expression, enhanced RBD exposure, and reduced shedding of S1 compared to the wild-type. We demonstrate in situ structure determination as a powerful means for studying antigen design options in future vaccine development against emerging novel SARS-CoV-2 variants and broadly against other infectious viruses.