Microsporidia are an early-diverging group of fungal pathogens that infect a wide range of hosts. Several microsporidian species infect humans, and infections can lead to fatal disease in immunocompromised individuals. As obligate intracellular parasites with highly reduced genomes, microsporidia are dependent on metabolites from their hosts for successful replication and development. Our knowledge of how microsporidian parasites develop inside the host remains rudimentary, and our understanding of the intracellular niche occupied by microsporidia has thus far relied largely on 2D TEM images and light microscopy. Here, we use serial block face scanning electron microscopy (SBF-SEM) to capture 3D snapshots of the human-infecting microsporidian, Encephalitozoon intestinalis , within host cells. We track the development of E. intestinalis through its life cycle, which allows us to propose a model for how its infection organelle, the polar tube, is assembled de novo in each developing spore. 3D reconstructions of parasite-infected cells provide insights into the physical interactions between host cell organelles and parasitophorous vacuoles, which contain the developing parasites. The host cell mitochondrial network is substantially remodeled during E. intestinalis infection, leading to mitochondrial fragmentation. SBF-SEM analysis shows changes in mitochondrial morphology in infected cells, and live-cell imaging provides insights into mitochondrial dynamics during infection. Together, our data provide insights into parasite development, polar tube assembly, and microsporidia-induced mitochondrial remodeling in the host cell.

Abstract Microsporidia are a diverse group of fungal-related obligate intracellular parasites that infect most animal phyla. Despite the emerging threat that microsporidia have become to humans and agricultural animals, few reliable treatment options exist. To identify novel chemical inhibitors of microsporidia infection, we developed a high-throughput screening method using Caenorhabditis elegans and the microsporidia species Nematocida parisii. We screened the Spectrum Collection of 2,560 FDA-approved compounds and natural products to identify compounds that prevent C. elegans progeny inhibition caused by N. parisii infection. We developed a semi-automated method for quantifying C. elegans progeny number in liquid culture, confirming 11 candidate microsporidia inhibitors. We show that five compounds prevent microsporidia infection by inhibiting spore firing, and demonstrate that one compound, dexrazoxane, slows infection progression. We also show that these compounds have activity against several other microsporidia species, including those which infect humans. Together, our results demonstrate the effectiveness of C. elegans as a model host for drug discovery against intracellular pathogens and provide a scalable high-throughput system for the identification and characterization of additional microsporidia inhibitors.

A single incidence of whole-genome doubling (WGD) is common early in tumorigenesis. In addition to increasing ploidy, WGD doubles centrosome number. In the ensuing mitoses, excess centrosomes form a multipolar spindle, resulting in a lethal multipolar cell division. To survive, cells must cluster centrosomes into two poles to allow a bipolar cell division. Cancer cells are typically more proficient at centrosome clustering than untransformed cells, but the mechanism behind increased clustering ability is not well understood. Heterozygous missense mutations in PPP2R1A, which encodes the alpha isoform of the A-subunit of protein phosphatase 2A (PP2A-Aα), positively correlate with WGD. To understand this correlation, we introduced a heterozygous hotspot mutation, P179R, in endogenous PP2A-Aα in human tissue culture cells. We find that PP2A-AαP179R decreases PP2A assembly and targeting. Strikingly, when centrosome number is increased, either through cytokinesis failure or centrosome amplification, PP2A-Aα mutant cells are more proficient than WT cells at centrosome clustering, likely due to PP2A-Aα loss-of-function. PP2A-AαP179R appears to enhance centrosome clustering by altering the interactions between centrosomes and the cell cortex. Thus, cancer-associated mutations in PP2A-Aα may increase cellular fitness after WGD by enhancing centrosome clustering.

Volume electron microscopy encompasses a set of electron microscopy techniques that can be used to examine the ultrastructure of biological tissues and cells in three dimensions. Two block face techniques, focused ion beam scanning electron microscopy (FIB-SEM) and serial block face scanning electron microscopy (SBF-SEM) have often been used to study biological tissue samples. More recently, these techniques have been adapted to in vitro tissue culture samples. Here we describe step-by-step protocols for two sample embedding methods for in vitro tissue culture cells intended to be studied using SBF-SEM. The first focuses on cell pellet embedding and the second on en face embedding. En face embedding can be combined with light microscopy, and this CLEM workflow can be used to identify specific biological events by light microscopy, which can then be imaged using SBF-SEM. We systematically outline the steps necessary to fix, stain, embed and image adherent tissue culture cell monolayers by SBF-SEM. In addition to sample preparation, we discuss optimization of parameters for data collection. We highlight the challenges and key steps of sample preparation, and the consideration of imaging variables.

The bacterial microbiota promotes the life cycle of the intestine-dwelling whipworm Trichuris by mediating hatching of parasite eggs ingested by the mammalian host. Despite the enormous disease burden associated with Trichuris colonization, the mechanisms underlying this transkingdom interaction have been obscure. Here, we used a multiscale microscopy approach to define the structural events associated with bacteria-mediated hatching of eggs for the murine model parasite Trichuris muris . Through the combination of scanning electron microscopy (SEM) and serial block face SEM (SBFSEM), we visualized the outer surface morphology of the shell and generated 3D structures of the egg and larva during the hatching process. These images revealed that exposure to hatching-inducing bacteria catalyzed asymmetric degradation of the polar plugs prior to exit by the larva. Although unrelated bacteria induced similar loss of electron density and dissolution of the structural integrity of the plugs, egg hatching was most efficient in the presence of bacteria that bound poles with high density such as Staphylococcus aureus . Consistent with the ability of taxonomically distant bacteria to induce hatching, additional results suggest chitinase released from larva within the eggs degrade the plugs from the inside instead of enzymes produced by bacteria in the external environment. These findings define at ultrastructure resolution the evolutionary adaptation of a parasite for the microbe-rich environment of the mammalian gut.

ABSTRACT Volume electron microscopy encompasses a set of electron microscopy techniques that can be used to examine the ultrastructure of biological tissues and cells in three dimensions. Two block face techniques, focussed ion beam scanning electron microscopy (FIB-SEM) and serial block face scanning electron microscopy (SBF-SEM) have often been used to study biological tissue samples. More recently, these techniques have been adapted to in vitro tissue culture samples. Here we describe detailed protocols for two sample embedding methods for in vitro tissue culture cells intended to be studied using SBF-SEM. The first protocol focuses on cell pellet embedding and the second on en face embedding. En face embedding can be combined with light microscopy, and this CLEM workflow can be used to identify specific biological events in a light microscope, which can then be imaged using SBF-SEM. We systematically outline the steps necessary to fix, stain, embed and image adherent tissue culture cell monolayers by SBF-SEM. In addition to sample preparation, we discuss optimization of parameters for data collection. We highlight the challenges and key steps of sample preparation, and the consideration of imaging variables that will facilitate the acquisition of high quality datasets. Users experienced with electron microscopy sample preparation methodology will be able to complete this protocol in 10-11 days from initial seeding of cells in tissue culture to image acquisition.