Epithelial regeneration is critical for barrier maintenance and organ function after intestinal injury. The intestinal stem cell (ISC) niche provides Wnt, Notch and epidermal growth factor (EGF) signals supporting Lgr5(+) crypt base columnar ISCs for normal epithelial maintenance. However, little is known about the regulation of the ISC compartment after tissue damage. Using ex vivo organoid cultures, here we show that innate lymphoid cells (ILCs), potent producers of interleukin-22 (IL-22) after intestinal injury, increase the growth of mouse small intestine organoids in an IL-22-dependent fashion. Recombinant IL-22 directly targeted ISCs, augmenting the growth of both mouse and human intestinal organoids, increasing proliferation and promoting ISC expansion. IL-22 induced STAT3 phosphorylation in Lgr5(+) ISCs, and STAT3 was crucial for both organoid formation and IL-22-mediated regeneration. Treatment with IL-22 in vivo after mouse allogeneic bone marrow transplantation enhanced the recovery of ISCs, increased epithelial regeneration and reduced intestinal pathology and mortality from graft-versus-host disease. ATOH1-deficient organoid culture demonstrated that IL-22 induced epithelial regeneration independently of the Paneth cell niche. Our findings reveal a fundamental mechanism by which the immune system is able to support the intestinal epithelium, activating ISCs to promote regeneration.

Abstract Patient derived tumor organoids (PDTOs) have become relevant pre-clinical models for therapeutic modelling since they highly recapitulate patients’ response to treatment. Nevertheless, their value for immunotherapy modelling has not been fully explored. We developed a tumor processing protocol that enable the establishment of PDTOs and tumor infiltrating lymphocytes (TILs) isolation. By the optimization of functional assays, we compared the T-cells effector functions of matching PBMCs and TILs, demonstrating that PBMCs after co-culture and TILs after initial expansion display similar responses. In addition, the evaluation of cytokine production by fluorospot in combination with an image-based killing assay enable the screening of different immune-checkpoint inhibitors as well as its combination with target inhibitors. Our proof-of-concept functional assays showed the potential and versatility of PDTOs and T-cells co-culture systems for immunotherapy screening. The optimization of scalable functional assays downstream co-culture represents a significant step forward to increase the value of PDTOs as pre-clinical models for immunotherapeutic screens.

Poly (ADP-ribose) polymerase inhibitors (PARPi) are used for patients with

Abstract Precision medicine approaches to cancer treatment aim to exploit genomic alterations that are specific to individual patients to tailor therapy strategies. These alterations are usually revealed via next generation sequencing of the tumor tissue. Yet, it is clear that some targetable genes and pathways are essential for tumor cell viability even in the absence of direct genomic alterations. This is especially important in under-represented populations, whose mutational landscape and determinants of response to existing therapies are poorly characterized due to limited inclusion in clinical trials and studies. One way to reveal tumor essential genes is with genetic screens. Most screens are conducted on cell lines that bear little resemblance to patient tumors, after years of culture in non-physiological conditions. To address this problem, we aimed to develop a CRISPR screening pipeline in 3D-grown patient-derived tumor organoid (PDTO) models. We focused on identifying essential kinases that may translate to options for targeted therapies, including combination therapies. We first established a breast cancer PDTO biobank focused on underrepresented populations, including West African patients. We then performed a negative selection kinome-focused CRISPR screen to identify kinases essential for organoid growth and potential targets for combination therapy with EGFR or MEK inhibitors. We identified several previously unidentified kinase targets and showed that combination of FGFR1 and EGFR inhibitors synergizes to block organoids proliferation. Together these data demonstrate feasibility of CRISPR-based genetic screens in patient-derived tumor models, including PDTOs from under-represented cancer patients, and identify new targets for cancer therapy.

Whether translation is differentially regulated across liquid and solid tumors remains poorly understood. Here we report the discovery that Casein Kinase 1 delta (CK1δ) plays a key role in regulating translation initiation in blood cancers, but interestingly, not in solid tumors. In lymphomas, CK1δ is a key positive regulator of 4E-BP1 and p70S6K phosphorylation, assembly of eIF4F, and translation initiation. Furthermore, CK1δ is pulled down by m7GTP-agarose that mimics the mRNA m7G cap, consistent with the regulatory role of CK1δ in translation initiation. Targeting CK1δ using a small molecule inhibitor, namely SR-3029, potently kills lymphoma cell lines and primary lymphoma cells across histology subtypes. While SR-3029 shares with mTORC1 inhibitors the overlapping mechanism of repressing 4E-BP1 and p70S6K/RPS6 phosphorylation, the kinetics of repression is slow with SR-3029 and fast with mTORC1 inhibitors such as Torin-1. Remarkably, it is slower-acting SR-3029, but not fast-acting Torin-1, that kills lymphoma cells consistently across multiple histology subtypes. Proteomics and RNA sequencing studies show that SR-3029 represses the expression of many genes preferentially at the translation step, such as genes in the Reactome translation initiation pathway. SR-3029 markedly represses the protein level of the C-MYC oncogene without decreasing its mRNA level. In contrast, Torin-1 fails to reduce the protein level of C-MYC in the same lymphoma cells. While SR-3029 also demonstrates potent activity in select solid tumors, its mechanism of action in solid tumors is different. In breast cancer cells SR-3029 inhibits nuclear localization of β-catenin but at the same concentrations does not inhibit 4E-BP1 and p70S6K phosphorylation or global protein synthesis. Likewise, SR-3029 does not inhibit nuclear localization of β-catenin in lymphoma cells. Our results indicate that CK1δ is an mRNA cap-associated protein and an upstream kinase required for 4E-BP1 and p70S6K phosphorylation. CK1δ stimulates assembly of eIF4F and translation initiation and is a critical driver for tumor growth in blood cancers across multiple histology types. CK1δ invokes the alternative mechanism of regulating β-catenin in select solid tumors. Our results indicate that CK1δ inhibition is a promising therapeutic strategy in both liquid and solid tumors, and the distinct roles of CK1δ in these malignancies may serve as biomarkers to enable precision cancer treatment.